Centro Nacional de Genética Médica

Daño al ADN espermático: aspectos clínicos y biológicos

Lic. Reinaldo Gutiérrez Gutiérrez1

RESUMEN 

Cada vez más, la integridad del ADN espermático es reconocida como una medida independiente de su calidad. La integridad del ADN del espermatozoide es de vital importancia en el inicio y mantenimiento de un embarazo a término tanto in vivo como in vitro. El estudio rutinario del semen no identifica defectos en la arquitectura de la cromatina espermática. La intención de esta revisión es hacer énfasis en la información pertinente al origen, las causas y algunos métodos de estudio del daño al ADN espermático, especialmente su significación clínica y su relación con la infertilidad masculina. La evaluación de la integridad del ADN en el espermatozoide, además del estudio de los parámetros sistemáticos seminales, podría aportar una información adicional acerca de la calidad del espermatozoide. Esto podría aliviar los problemas sociales y emocionales asociados con los intentos fallidos en las técnicas de reproducción asistida.

Palabras clave: Infertilidad masculina, ADN del espermatozoide, cromatina espermática, daño al ADN.

La infertilidad afecta a un 15-20 % de  las parejas, y en aproximadamente la mitad de los casos, es de origen masculino.1 El análisis del semen en el que se miden  concentración,  ph, volumen, movilidad y  normalidad morfológica de los espermatozoides,  y que continúa siendo la  prueba clínica más importante para predecir infertilidad, no revela defectos en el espermatozoide  que afecten la integridad del genoma masculino. Existen muchas evidencias que indican una correlación negativa entre las alteraciones en la organización del material genómico del ADN  del  espermatozoide y su potencial de fertilización, tanto in vivo como in vitro. Esto enfatiza el hecho de que la estabilidad del ADN, que es capaz de descondensarse  en el momento justo del proceso de fertilización,   es uno de los criterios a tener en cuenta al considerar si un espermatozoide es fértil o no.2-4 Los pacientes pueden tener espermiogramas normales y seguir siendo infértiles, pues el origen de la infertilidad puede ser por la presencia de un ADN del espermatozoide anómalo, factor que no se mide de forma sistemática. La integridad del ADN en el espermatozoide se puede considerar como un parámetro independiente e indicativo de su calidad.5 En esta revisión identificaremos el origen, las causas, el significado clínico del daño al ADN en la infertilidad masculina, y algunos métodos de análisis de la integridad de la cromatina.

DAÑO AL ADN Y EMBARAZO NORMAL

La importancia de la cromatina del espermatozoide se pone más de manifiesto cuando se utilizan técnicas de reproducción asistida en parejas infértiles. La principal desventaja de estas técnicas es que constituyen una forma de evitar la barrera de selección natural que ocurre de forma normal en los tractos reproductivos masculino y femenino, desde la eyaculación hasta que el espermatozoide penetra el óvulo.6 La naturaleza proporciona de forma natural múltiples obstáculos, y solo el espermatozoide más apto llega a alcanzar y a fecundar el óvulo. Los espermatozoides dañados genéticamente pueden ser capaces de fertilizar cuando se inyectan de manera directa dentro del oocito. Si el ADN del espermatozoide presenta lesiones, puede dar lugar a un desarrollo anómalo embrionario, a un fallo de implantación, o un aborto en fases más tardías. Cuando el daño del ADN espermático es compatible con la vida, puede dar lugar a un niño con diversas anomalías.7,8 La determinación de los parámetros sistemáticos del semen no aporta información acerca de la calidad del espermatozoide, especialmente en las técnicas de reproducción asistida. Así pues, puede resultar prudente determinar si hay daño en el ADN de pacientes estériles, especialmente en los casos en los que los parámetros sistemáticos de rutina  no hayan evidenciado ninguna anomalía obvia, y previamente a la utilización de cualquier técnica de reproducción asistida.

El daño al ADN podría ser reparado por el ovocito después de la fertilización. Esto depende principalmente de la calidad citoplasmática y genómica del ovocito, y del nivel de daño en las cadenas de ADN del espermatozoide que haya fecundado al ovocito. Teniendo en cuenta que la capacidad del ovocito de reparar este tipo de daño disminuye con la edad, y que, al mismo tiempo, el nivel de fragmentación de ADN en los espermatozoides aumenta, ello podría explicar, al menos en parte, la disminución significativa en la tasa de embarazo que se observa en parejas de edad avanzada. El daño al ADN puede observarse en embriones con un complemento cromosómico normal. Los  fallos en el embarazo que se produce tras la implantación de embriones con un cariotipo normal, podrían explicarse debido a la presencia de ADN no reparado por encima de un nivel crítico.9,10 Se puede decir que mientras mayor sea el grado de fragmentación de ADN transmitido al embrión por el genoma del espermatozoide, más temprano se observará en el proceso de desarrollo embrionario y viceversa; en cambio,  cuanto menor sea el daño de ADN, más tarde se va a manifestar en el desarrollo embrionario y fetal.

¿QUÉ ES ADN ESPERMÁTICO NORMAL?

El ADN espermático está organizado de forma tal que mantiene la cromatina compacta y estable. Esta organización del ADN no solo permite que se encuentre muy bien empaquetado el material genético para ser transferido al huevo, sino que asegura que el ADN sea entregado en una forma física y química tal, que contribuya al desarrollo del embrión haciendo  más accesible  la información genética. El esperma fértil tiene un ADN estable, el cual es capaz de descondensarse en el momento apropiado del proceso de la fertilización y  transmitir el ADN sin defectos.11-13

ORIGEN DEL DAÑO AL ADN DE ESPERMATOZOIDES

El origen de las  lesiones en el ADN del espermatozoide puede deberse a múltiples causas, como son,  la presencia de una enfermedad, el uso de fármacos, la presencia de fiebre alta, una temperatura testicular elevada, la contaminación atmosférica, el tabaquismo, los varicoceles, los factores hormonales, o una edad avanzada. El mecanismo molecular implicado en estas lesiones se encuentra aún bajo intensa  investigación. Los principales mecanismos en consideración son: empaquetamiento anormal del ADN espermático durante el proceso de espermatogenésis,14,15 la apoptosis abortiva16,17 y la presencia o acción sobre el ADN de las especies reactivas de oxígeno.18-21

Empaquetamiento anormal del ADN espermático

Este empaquetamiento anómalo podría resultar en defectos en la conformación  de la cromatina y en fragmentación de ADN en los espermatozoides. Para que se produzca el empaquetamiento de la cromatina del espermatozoide, es necesaria la actividad de nucleasas endógenas que corten y liguen el ADN durante su protaminación.22 Estos cortes proporcionarían una liberación de estrés torsional que ayuda al empaquetamiento de la cromatina durante el cambio  de las histonas por las protaminas. Anomalías en el control de este proceso podrían resultar en brechas  de ADN, no reparadas. Estas alteraciones se producirían antes de la espermiación.

La apoptosis abortiva

La apoptosis controla la superproducción de gametos masculinos y restringe los niveles normales de proliferación, para que no sobrepasen la capacidad de apoyo de las células de Sertoli.23 La apoptosis de células germinales ocurre en los testículos durante la espermatogenésis, y da como resultado la activación de endonucleasas. Esto ocurre predominantemente en la espermatogonia y en las células en división, y genera numerosas roturas en el ADN dentro de la cromatina.

La evidencia sugiere que la apoptosis ocurre en muchos hombres que exhiben parámetros espermáticos anómalos.24 En ciertos hombres la apoptosis abortiva puede fallar en la separación de los espermatozoides enmarcados para eliminar por esta vía. Por lo tanto, la subsiguiente población de espermatozoides puede presentar anomalías, representativas de células en apoptosis

Especies reactivas de oxígeno (ROS)

La presencia de radicales libres de oxígeno ha merecido una atención especial, tanto por su papel en la fisiología como por su implicación en las enfermedades de la reproducción humana.25

La presencia de estrés oxidativo tiene lugar cuando hay una producción excesiva de especies reactivas de oxígeno por parte de los leucocitos, o por los espermatozoides anormales, y/o se produce una disminución de la capacidad antioxidante del semen. En diversos estudios se ha descrito que la presencia de radicales libres de oxígeno es una causa importante de lesión en el ADN del espermatozoide.26,27

MÉTODOS PARA EVALUAR LA DE FRAGMENTACIÓN DE ADN

Por varios años los investigadores han buscado la mejor forma de cuantificar el daño al ADN presente en el ADN de espermatozoides humanos relacionado con la infertilidad. Actualmente se dispone de varias técnicas que miden el daño al ADN en los espermatozoides. Algunas evalúan la integridad del ADN espermático: el ensayo TUNEL (Terminal Transferase dUTP Nick End Labeling),28-30 el ensayo del análisis de la estructura cromatínica del esperma (SCSA),10,31,32 el ensayo cometa,33 y el test de de dispersión del cromatina espermática (SCD).34-36 Otros ensayos identifican defectos en el  empaquetamiento de la cromatina espermática: tinción con azul de toluidina, con naranja acridina y cromomicina A.37-39

DAÑO AL ADN Y PARÁMETROS SISTEMÁTICOS DEL SEMEN

Los parámetros convencionales del espermiograma (motilidad, morfología y concentración) se correlacionan con el la integridad del ADN del espermatozoide. Irvine y otros confirmaron una correlación negativa entre  la calidad del semen y el daño al ADN.18 Otros estudios muestran que alteraciones en las características del espermatozoide se asocian con un aumento del índice de espermatozoides con el ADN fragmentado.40,41 En un estudio en la Cleveland Clinic, de Ohio, Estados Unidos, parámetros estándares del semen y de fragmentación del ADN medidos por el ensayo SCSA fueron comparados entre donantes fértiles y pacientes infértiles con parámetros anormales en el semen. La única diferencia significativa  entre estos 2 grupos es que el índice de fragmentación (IDF) fue más alto entre los pacientes infértiles. Por otra parte, no se observaron diferencias en IDF entre los hombres infértiles con parámetros seminales anormales y normales.42 Basado en estos resultados fue posible concluir  que el análisis del daño al ADN revela alteraciones ocultas en hombres con infertilidad clasificada como idiopática, según los parámetros aparentemente normales del espermiograma.43

ADN Y EMBARAZO NATURAL

En 2 trabajos se examinaron  la relación entre daño en el ADN del espermatozoide, determinado mediante la técnica del SCSA, y la capacidad de una pareja para concebir.9,10 En el estudio de Evenson y otros se incluyó a 200 parejas con deseo gestacional. Se detectó que la dificultad para concebir se daba en varones que presentaban lesiones en el ADN ≥30 %,9 mientras que en otro estudio realizado por Spano y otros se evidenció que cuando el daño en el ADN es >20 %, se observa una disminución de la fertilidad. Cuando el grado de lesión en el ADN sobrepasa el 40 %, la probabilidad de conseguir un embarazo es mínima.10

LESIÓN EN EL ADN Y FECUNDACIÓN IN VITRO (FIV)

Existen  numerosos estudios que  muestran que los daños en el ADN espermático afectan a la fertilización y al embarazo tras la realización de una FIV. Sun y otros determinaron la fragmentación del ADN espermático y hallaron que el 40 % de los espermatozoides obtenidos  de muestras seminales, procedentes de la consulta de esterilidad, contenía dichas fragmentaciones; asimismo, en la FIV observaron una correlación inversa entre el porcentaje de espermatozoides con fragmentación del ADN y el índice de fertilización e implantación.5 El grado del daño del ADN espermático podría ser un índice predictivo del éxito en la FIV. Henkel y otros han comunicado que, aunque la fragmentación del ADN no muestra una correlación con el índice de fertilización ni con la fragmentación del embrión, la tasa de gestaciones en la FIV es significativamente más baja cuando los espermatozoides valorados eran positivos para la prueba TUNEL (>36 % espermatozoides positivos).44 Estos estudios apoyan los hallazgos de Twigg y otros, quienes informaron  que un espermatozoide con el ADN dañado puede fertilizar un oocito mediante FIV o inyección espermática intracitoplasmática (ICSI) y formar un pronúcleo. Sin embargo, dependiendo del grado de alteración del ADN, el desarrollo embrionario resulta afectado en fases posteriores, y en situaciones severas puede conducir a la muerte del embrión.6

DAÑO DEL ADN E ICSI

El daño del ADN espermático, valorado mediante TUNEL, se relaciona inversamente con la tasa de fertilización en la ICSI.2 La proporción de espermatozoides con fragmentación del ADN influye en la tasa de fecundación e implantación de los embriones obtenidos mediante ICSI y la sitúa cerca del 10 %. No se originó ningún embarazo si había más de un 20 % de espermatozoides recuperados positivos para TUNEL, lo que sugiere que el daño del ADN puede tener un buen valor predictivo en los casos de fallo recidivante en la implantación de embriones de buena calidad.45

Mediante la técnica SCSA se puede predecir la falta de embarazo cuando los espermatozoides recuperados muestran un desnaturalización del ADN ácido-inducido ≥27 % de IDF.46 Sin embargo, en algunos estudios no se ha observado el efecto negativo de los espermatozoides con ADN defectuoso en la fecundación y el embarazo. Hammadeh y otros  no encontraron diferencias significativas en los índices de fertilización, implantación y embarazo en pacientes a los que se les realizaba ICSI con diferentes grados de descondensación nuclear espermática.47

Recientemente se ha publicado que el grado de fragmentación del ADN espermático y su estabilidad, pueden predecir el éxito en el recurso a inseminaciones artificiales intrauterinas. Los autores refirieron que el grado de fragmentación del ADN después de la preparación espermática era significativamente inferior en las muestras que obtuvieron el embarazo, en relación con las que no lo lograron. No se consiguieron embarazos en las pacientes en las que se utilizaron muestras con >12 % de los espermatozoides con el ADN fragmentado.48

SIGNIFICACIÓN CLÍNICA DEL ESTUDIO DE LESIONES  AL ADN ESPERMÁTICO

El espermiograma convencional no es  útil en los pacientes con infertilidad idiopática. Tampoco en las técnicas de reproducción asistida estos parámetros seminales clásicos tienen mayor importancia. Las técnicas de reproducción asistida impiden los  mecanismos de selección espermática natural, y permiten incrementar las posibilidades de que un espermatozoide con material genómico alterado pueda fertilizar un oocito. Las circunstancias obligan al desarrollo de otros métodos  para  evaluar la calidad espermática, como es el caso del estudio del daño del ADN espermático, procedimiento que adquiere una mayor relevancia y del que en la actualidad disponemos ya de numerosa información, que lo relaciona con las técnicas de reproducción asistida y con el embarazo natural. La mayoría de los estudios muestran una correlación inversa entre el daño del ADN espermático y el índice de fertilidad, y revelan una relación entre los índices de embarazo y la fragmentación del ADN. Esto indica la habilidad del embrión en utilizar determinados mecanismos para evitar la transmisión de anomalías en el material genómico.

CONCLUSIONES

La evidencia en la literatura muestra que el daño al ADN influye en la fertilidad de las parejas, incluso si el espermatozoide con lesiones en el ADN fertiliza un óvulo y origina un nacimiento, ya que es posible que se produzca una anomalía congénita. Por tanto, se debe estudiar el daño al ADN en pacientes infértiles. El estudio del ADN espermático puede ayudar en la selección de espermatozoides con la menor cantidad de daño para su uso en la concepción asistida.

Un nuevo campo de investigación sería identificar y seleccionar el esperma sin daño en el ADN  para ICSI, o remover el semen dañado de la muestra. Los resultados del estudio de fragmentación del ADN ayudarían al clínico en la evaluación, y propiciarían mejor consejo a las parejas infértiles en relación con sus posibilidades de lograr una gestación a término y obtener un niño sin alteraciones. Esto puede aliviar los problemas emocionales y sociales  asociados con los intentos fallidos en las técnicas de reproducción asistida. Estas técnicas también podrían tener efectos positivos en la disminución de la mortalidad infantil en recién nacidos y en niños menores de 5 años. En estos momentos en el Centro Nacional de Genética Médica, se está trabajando en  la validación y estandarización del Ensayo Cometa y el Test de Dispersión de la Cromatina Espermática,  para ser utilizado  en los estudios de infertilidad masculina idiopática,  y en las parejas con abortos repetitivos de causas desconocidas.

SUMMARY

Sperm DNA damage: clinical and biological aspects

The DNA integrity is increasingly recognized as a measure independent of its quality. The sperm DNA integrity is very important in the beginning and maintenance of a pregnancy at term, both in vivo and in vitro. The routine study of semen does not identify defects in the architecture of the spermatic chromatin. This review is aimed at making emphasis on the information related to the origin, causes and some methods used to study the sperm DNA damage, specially its clinical significance and its connection with male infertility. The evaluation of the sperm DNA integrity, besides studying the systematic seminal parameters, may give additional information about the spermatozoid quality. This could help to alleviate the social and emotional problems associated with the failed attempts in the assisted reproductive techniques.

Key words: Male infertility, sperm DNA, spermatic chromatin, DNA damage.

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

1. Oehninger S. Strategies for the infertile man. Semin Reprod Med. 2001;19:231-7.

2. Lopes S, Sun JG, Jurisicova A, Meriano J, Casper RF. Sperm deoxyribonucleic acid fragmentation is increased in poor-quality semen and correlates with failed fertilization in intracytoplasmic sperm injection. Fertil Steril. 1998;69:528-32.

3. Sakkas D, Manicardi GC, Tomlinson M, Mandrioli M, Bizzaro D, Bianchi PG, et al. The use of the two density gradient centrifugation techniques and the swim-up method to separate spermatozoa with chromatin and nuclear DNA anomalies. Hum Reprod. 2000;15:1112-6.

4. Aitken R, Krausz C. Oxidative stress, DNA damage and the Y chromosome. Reproduction. 2001;122:497-506.

5. Sun JG, Jurisicova A, Casper RF. Detection of deoxyribonucleic acid fragmentation in human sperm: correlation with fertilization in vitro. Biol Reprod. 1997;56:602-7.

6. Twigg J, Irvine D, Aitken J. Oxidative damage to DNA in human spermatozoa does not preclude pronucleus formation at intracytoplasmic sperm injection. Hum Reprod. 1998;13:1864-7.

7. Tomsu M, Sharma V, Miller D. Embryo quality and IVF treatmentoutcomes may correlate with different sperm comet assay parameters. Hum Reprod. 2002;17:1856-62.

8. Carrell D, Liu L, Peterson C, Jones K, Hatasaka H, Erickson L, et al. Sperm DNA fragmentation is increased in couples with unexplained recurrent pregnancy loss. Arch Androl. 2003;49:49-55.

9. Evenson DP, Jost LK, Marshall D, Zinaman MJ, Clegg E, Purvis K, et al. Utility of the sperm chromatin structure assay as a diagnostic and prognostic tool in the human fertility clinic. Hum Reprod. 1999;14:1039-49.

10. Spano M, Bonde JP, Hjollund HI, Kolstad HA, Cordelli E, Leter G. Sperm chromatin damage impairs human fertility. The Danish First Pregnancy Planner Study Team. Fertil Steril. 2000;73:43-50.

11. Ward WS, Coffey DS. DNA packaging and organization in mammalian spermatozoa: comparison with somatic cells. Biol Reprod. 1991;44:569-74.

12. Brewer LR, Corzett M, Balhorn R. Protamine induced condensation and decondensation of the same DNA molecule. Science. 1999;286:120-3.

13. Kosower NS, Katayose H, Yanagimachi R. Thiol-disulfide status and acridine orange fluorescence of mammalian sperm nuclei. J Androl. 1992;13:342-8.

14. Carrell DT, Liu L. Altered protamine 2 expression is uncommon in donors of known fertility, but common among men with poor fertilizing capacity, and may reflect other abnormalities of spermiogenesis. J Androl. 2001;22:604-10.

15. Cho C, Jung-Ha H, Willis WD, et al. Protamine 2 deficiency leads to sperm DNA damage and embryo death in mice. Biol Reprod. 2003;69:211-7.

16. Singh NP, Muller CH, Berger RE. Effects of age on DNA double-strand breaks and apoptosis in human sperm. Fertil Steril. 2003;80:1420-30.

17. Brinkworth MH, Nieschlag E. Association of cyclophosphamide-induced male-mediated, foetal abnormalities with reduced paternal germ-cell apoptosis. Mutat Res. 2000;447:149-54.

18. Irvine DS, Twigg JP, Gordon EL, et al. DNA integrity in human spermatozoa: relationships with semen quality. J Androl. 2000;21:33-44.

19. Gomez E, Buckingham DW, Brindle J, et al. Development of an image analysis system to monitor the retention of residual cytoplasm by human spermatozoa: correlation with biochemical markers of the cytoplasmic space, oxidative stress, and sperm function. J Androl. 1996;17:276-87.

20. Ochsendorf FR. Infections in the male genital tract and reactive oxygen species. Hum Reprod Update. 1999;5:399-420.

21. Smith R, Kaune H, Parodi D, Madariaga M, Rios R, Morales I, Castro A. Increased sperm DNA damage in patients with varicocele: relationship with seminal oxidative stress. Hum Reprod. 2006;21(4):986-93.

22. Sakkas D, Mariethoz E, Manicardi G, Bizzaro D, Bianchi PG, Bianchi U. Origin of DNA damage in ejaculated human spermatozoa. Rev Reprod. 1999;4:31-7.

23. Kocak I, Dundar M, Hekimgil M, Okyay P. Assessment of germ cell apoptosis in cryptorchid rats. Asian J Androl. 2002;4:183-6.

24. The relationship between human semen characteristics and sperm apoptosis: a pilot study. J Androl. 2006;27(1):112-20.

25. Agarwal A, Saleh RA, Bedaiwy MA. Role of reactive oxygen species in the pathophysiology of human reproduction. Fertil Steril. 2003;79:829-43.

26. Barroso G, Morshedi M, Oehninger S. Analysis of DNA fragmentation, plasma membrane translocation of phosphatidylserine and oxidative stress in human spermatozoa. Hum Reprod. 2000;15:1338-44.

27. Moustafa MH, Sharma RK, Thornton J, Mascha E, Abdel-Hafez MA, Thomas AJ Jr, et al. Relationship between ROS production, apoptosis and DNA denaturation in spermatozoa from patients examined for infertility. Hum Reprod. 2004;19:129-38.

28. Sailer BL, Jost LK, Evenson DP. Mammalian sperm DNA susceptibility to in situ denaturation associated with the presence of DNA strand breaks as measured by the terminal deoxynucleotidyl transferase assay. J Androl. 1995;16:8.

29. Kodama H, Yamaguchi R, Fukuda J, et al. Increased oxidative deoxyribonucleic acid damage in the spermatozoa of infertile male patients. Fertil Steril. 1997;68:519-24.

30. Carrell D, Liu L, Peterson C, Jones K, Hatasaka H, Erickson L, et al. Sperm DNA fragmentation is increased in couples with unexplained recurrent pregnancy loss. Arch Androl. 2003;49:49-55.

31. Spano M, Kolstad A, Larsen S, Cordelli E, Leter G, Giwercman A, et al. The applicability of the flow cytometric sperm chromatin structure assay in epidemiological studies. Hum Reprod. 1998;13:2495-505.

32. Larson K, DeJonge C, Barnes A, Jost L, Evenson D. Sperm chromatin structure assay parameters as predictors of failed pregnancy following assisted reproductive techniques. Hum Reprod. 2000;15:1717-22.

33. Abu-Hassan D, Koester F, Shoepper B, Schultze-Mosgau A, Asimakopoulos B, Diedrich K, et al. Comet assay of cumulus cells and spermatozoa DNA status, and the relationship to oocyte fertilization and embryo quality following ICSI. Reprod Biomed Online. 2006;12(4):447-52.

34. Fernandez JL, Muriel L, Goyanes V, Segrelles E, Gosalvez J, Enciso M, et al. Simple determination of human sperm DNA fragmentation with an improved sperm chromatin dispersion test. Fertil Steril. 2005;84(4):833-42.

35. Enciso M, Muriel L, Fernandez JL, Goyanes V, Segrelles E, Marcos M, Infertile men with varicocele show a high relative proportion of sperm cells with intense nuclear damage level, evidenced by the sperm chromatin dispersion test. J Androl. 2006;27(1):106-11.

36. Fernández JL, Muriel L, Rivero MT, Goyanes V, Vazquez R, Alvarez JG. The sperm chromatin dispersion test: a simple method for the determinationof sperm DNA fragmentation. J Androl. 2003;24:59–66.

37. Donnelly E, McClure N, Lewis S. The effect of ascorbate and alpha-tocopherol supplementation in vitro on DNA integrity and hydrogen peroxide-induced DNA damage in human spermatozoa. Mutagenesis. 1999;14:505-12.

38. Clarkson JS. Significance of reactive oxygen species and antioxidants in defining the efficacy of sperm preparation techniques. J Androl. 1988;9:367-76.

39. Gopalkrishnan K, Hurkadli K, Padwal V, Balaiah D. Use of acridine orange to evaluate chromatin integrity of human spermatozoa in different groups of infertile men. Andrologia.1999;31:277-82.

40. Zini A, Bielecki R, Phang D, Zenzes M. Correlations between two markers of sperm DNA integrity, DNA denaturation and DNA fragmentation, in fertile and infertile men. Fertil Steril. 2001;75:674-77.

41. Sakkas D. Interrelationships between seminal parameters and sperm nuclear DNA damage before and after density gradient centrifugation: implications for assisted conception. Hum Reprod. 2001;16:2160-5.

42. Agarwal A, Said TM. Role of sperm chromatin abnormalities and DNA damage in male infertility. Hum Reprod Update. 2003;9:331-45.

43. Saleh RA, Agarwal A, Nada EA, El-Tonsy MH, Sharma RK, Meyer A, et al. Negative effects of increased sperm DNA damage in relation to seminal oxidative stress in men with idiopathic and male factor infertility. Fertil Steril. 2003;79:Suppl 3:1597-605.

44. Henkel R, Kierspel E, Hajimohammad M, Stalf T, Hoogendijk C, Mehnert C, et al. DNA fragmentation of spermatozoa and assisted reproduction technology. Reprod Biomed Online. 2003;7:477-84.

45. Benchaib M, Braun V, Lornage J, Hadj S, Salle B, Lejeune H, et al. Sperm DNA fragmentation decreases the pregnancy rate in an assisted reproductive technique. Hum Reprod. 2003;18:1023-8.

46. Evenson D, Wixon R. Meta-analysis of sperm DNA fragmentation using the sperm chromatin structure assay. Reprod Biomed Online. 2006 Apr;12(4):466-72.

47. Hammadeh ME, Al-Hasani S, Gauss C, Rosenbaum P, Georg T, Diedrich K, et al. Predictive value of chromatin decondensation in vitro on fertilization rate after intracytoplasmic sperm injection (ICSI). Int J Androl. 2001;24:311-6.

48. Duran EH, Morshedi M, Taylor S, Oehninger S. Sperm DNA quality predicts intrauterine insemination outcome: a prospective cohort study. Hum Reprod. 2002;17:3122-8.

Recibido: 15 de febrero de 2007.    Aprobado: 2 de abril de 2007.
Lic. Reinaldo  Gutiérrez Gutiérrez. Centro Nacional de Genética Médica. Calle 146  # 3 102 esquina a  ave. 31, municipio Playa, Ciudad de La Habana, Cuba. E mail:   [e-mail]    

 1Licenciado en Ciencias Farmacéuticas. Máster en Genética Médica. Investigador Agregado del Centro Nacional de Genética Médica del Instituto Superior de Ciencias Médicas de La Habana.