Ciencia Animal

Efecto de tres colectas de Tithonia diversifolia en la población microbiana ruminal de vacunos

0000-0001-8639-4693Juana Galindo^{2  *}  , 0000-0003-3415-6241Niurca González²  , 0000-0002-1690-1140T. Ruiz²  , 0000-0002-2641-1815Magaly Herrera²  , Onidia Moreira²  , Aned Capó²  , H. Díaz² 

²Instituto de Ciencia Animal, Carretera Central, km 47 ½, San José de las Lajas, Mayabeque

Resumen

Para determinar el efecto de tres colectas de Tithonia diversifolia (mv-12, mv-14 y mv-17), recogidas en la región oriental de Cuba, en la población microbiana ruminal de vacunos, se desarrolló un experimento en condiciones in vitro. Se compararon los tratamientos control con Cynodon nlemfuensis (pasto estrella): pasto estrella + mv-12; pasto estrella + mv-14 y pasto estrella + mv-17. Las tres colectas se incluyeron a razón del 20 % de la materia seca. El contenido en proteína bruta fue de 19-23 % de la materia seca. Con los materiales mv-14 y mv-17 se obtuvieron mayores poblaciones de bacterias celulolíticas, a las tres y seis horas después de iniciada la fermentación con respecto a lo obtenido con pasto estrella. Las tres colectas duplicaron la población de bacterias proteolíticas a las tres horas de comenzar la fermentación, mientras que a las seis horas solamente el mv-12 produjo efectos en este grupo bacteriano. Los valores de metano fueron 37.4, 32.6, 33.2 y 32.33 g/kg de materia orgánica digerida para el control, y los tratamientos mv-12, mv-14 y mv-17, respectivamente. Aunque no difirieron entre materiales vegetales, mv-12, mv-14 y mv-17 produjeron menos metano que el tratamiento con pasto estrella solamente (P = 0.0477). Se concluye que los tratamientos mv- 12, mv- 14 y mv-17 propiciaron modificaciones en el ecosistema ruminal, al incrementar la población de organismos celulolíticos totales y bacterias proteolíticas; además de reducir la población de protozoos. El metano estimado a partir de la concentración en proteína bruta también disminuyó.

Palabras-clave: bacterias celulolíticas; proteolíticas; metano; AGCC; protozoos

Los rumiantes presentan un consorcio de microorganismos en su rumen-retículo capaz de fermentar los alimentos, principalmente los fibrosos. En la actualidad, se realizan esfuerzos encaminados a diversificar la oferta forrajera y se promueven sistemas silvopastoriles con T. diversifolia (Gallego et al. 2017, ^{Galindo et al. 2018} y ^{Rivera et al. 2021}). Esta última constituye una alternativa para la alimentación de ganado en producción lechera.

T. diversifolia (Hemsl.) Gray es comúnmente denominada girasolillo, botón de oro, tithonia, entre otros. Se trata de una planta herbácea, de la familia Compositae (Asteracea), originaria de Centro América y naturalizada en Cuba. Tiene características que le otorgan alto potencial para la producción animal, entre las que se encuentra su tolerancia a suelos pobres, resistencia al estrés hídrico y al corte, con producción aproximada de 55 t de MS/ha/año (Gallego et al. 2014). Es mejoradora del ambiente y se adapta a diversas condiciones climáticas (^{González-Castillo et al. 2014}).

Entre sus características nutricionales se destaca el contenido de proteína, carbohidratos solubles y el nivel de taninos, que permiten ayudar a mejorar el balance alimentario, en cuanto al aporte de energía y proteína en la dieta del ganado lechero (Gallego-Castro et al. 2017, ^{Mahecha et al. 2017} y ^{Arguello et al. 2020}).

El tenor de proteína de la planta varía de 14.0 a 36.6 %. Los animales consumen la planta completa, preferentemente hojas y flores (^{Maina et al. 2012}), lo que contribuye al balance ruminal e incrementa la eficiencia para la transformación del amoníaco en proteína microbiana, lo que implicaría menores costos energéticos por pérdidas de amoníaco, metano y CO₂ ruminales, aspecto que disminuye la posible contaminación ambiental.

^{Mahecha et al. (2007)} evaluaron el efecto de la inclusión del forraje de tithonia como reemplazo parcial del alimento concentrado en vacas cruzadas Holstein por Cebú, sin encontrar diferencias en la producción y la calidad de la leche, por lo que recomiendan su uso como opción estratégica para la producción bovina. ^{Gallego (2016)} demostró que un sistema silvopastoril de tithonia, asociado con Pennisetum clandestinum (kikuyo), incrementó la producción de leche y, de manera importante, su calidad, al mejorar el paso de ácidos grasos de cadena larga, que sirven de precursores para algunos de los ácidos grasos y reducen los recuentos celulares en la leche, lo que mejora la salud de la ubre. García-López (2016) obtuvo incrementos en la producción, cuando utilizó un sistema silvopastoril con tithonia para la producción de leche.

^{González et al. (2014)} definieron a tithonia como una planta de alto valor proteico, que presenta un nivel de carbohidratos solubles superior al de otras forrajeras. Su contenido de taninos no resulta elevado, y no afecta de forma notoria la actividad ruminal. Esto puede tener un efecto importante en el rendimiento productivo de los animales, pues es de esperar que mejore la salud ruminal y se logre un gran efecto económico y también ambiental.

Los estudios relacionados con la acción de tithonia en la ecología ruminal de vacunos en Cuba se condujeron con ecotipos colectados en la región occidental del país. Sin embargo, no se conoce el efecto de los materiales recogidos en diferentes sitios de la zona oriental, en lo que respecta a la ecología del rumen.

Por lo antes expuesto, el objetivo de este estudio fue determinar el efecto de tres materiales de tithonia (mv-12, mv-14 y mv-17), colectados en la región oriental de Cuba, en la población microbiana ruminal, en condiciones in vitro.

Materiales y Métodos

Localización de la investigación. El estudio se realizó en el Instituto de Ciencia Animal, ubicado en el municipio San José de las Lajas, provincia Mayabeque, a 92 m s.n.m. y a 22(53’ de latitud Norte y 82(02’ de longitud Oeste. El suelo de esta región es fersialítico, ondulado, con 4.84 % de materia orgánica, 0.26 de nitrógeno total, 40.59 p.p.m. de fósforo, 4.60 de calcio, 0.46 de magnesio y pH de 6.34. Presenta desecación y es arcilloso y profundo sobre calizas (^{Hernández et al. 2015}).

Los materiales vegetales de tithonia se colectaron en la zona oriental de Cuba (Camagüey, Las Tunas y Granma) y se plantaron en la Estación Experimental de Pastos y Forrajes Miguel Sistach Naya, que pertenece al propio Instituto.

Preparación de las muestras de tithonia para los estudios in vitro. Se utilizó el pasto estrella como sustrato base de la fermentación. Para la preparación de estos sustratos se recolectaron hojas con sus pecíolos. El material se secó en estufa, a 60 ^oC, durante 48 h. La fracción que se muestreó fue de 1 kg. Posteriormente, se molió en molino hasta alcanzar un tamaño de partícula de 1 mm. Las muestras secas y molinadas se conservaron en frascos de cristal de color ámbar, a temperatura ambiente, hasta su posterior utilización en los experimentos. Rápidamente 100 g se trasladaron a la Unidad Central de Laboratorios (UCELAB) para determinar su composición bromatológica, según ^{AOAC (2016)}.

Procedimiento para la preparación del experimento. Los estudios microbiológicos se condujeron en el laboratorio de microbiología del rumen, para lo que se empleó la técnica de ^{Theodorou et al. (1994)}.

Tratamientos. Cada tratamiento consistió en una mezcla de 80 % de pasto estrella y 20 % de tithonia. El porcentaje de inclusión de tithonia se seleccionó a partir de estudios previos de ^{Galindo et al. (2012)}.

Los tratamientos consistieron en pasto estrella (tratamiento control, sin tithonia); pasto estrella + tithonia mv-12; pasto estrella + tithonia mv-14 y pasto estrella + tithonia mv-17

Animales donantes de líquido ruminal. Para el desarrollo de los experimentos se utilizó una batería integrada por cuatro vacas mestizas Holstein-Cebú, que a los efectos microbiológicos, se consideraron animales donantes. Estos animales se mantuvieron en condiciones de estabulación y consumieron dietas fibrosas de baja calidad y 2 kg de concentrado comercial. Se encontraban fistuladas en el saco dorsal del rumen, donde se insertó una cánula simple. Se les extrajo líquido ruminal en ayunas a través de la cánula, con la ayuda de una bomba de vacío. Este se guardó en termos con cierre hermético para garantizar las condiciones de temperatura (39 ºC) y anaerobiosis durante el traslado al laboratorio. Las muestras se condujeron al laboratorio de microbiología del rumen.

El contenido ruminal de todos los animales donantes muestreados se mezcló y se integró en una sola muestra que se filtró por muselina. Al sólido resultante se le añadió una pequeña porción de solución amortiguadora de ^{Menke y Steingass (1988)} y se agitó por unos segundos en una batidora doméstica para desprender los microorganismos adheridos a la fibra. El filtrado de esta porción se incorporó a la fracción líquida. Durante todo el tiempo, el fluido ruminal se mantuvo bajo atmósfera de CO₂.

Las unidades experimentales consistieron en botellas de vidrio de 100 mL, que contenían 0.5 g del alimento a evaluar. Se añadieron a cada botella 50 mL de una mezcla de líquido de rumen y solución amortiguadora de ^{Menke y Steingass (1988)}, en una proporción 1:3 (v/v). Posteriormente, cada una se selló con tapón de butilo y agrafe. Se incluyeron botellas sin sustrato, como blancos para corregir el efecto del líquido ruminal en los volúmenes de gas producido. Todas las botellas se colocaron aleatoriamente en un baño de temperatura controlada a 39 ºC.

La composición de la solución buffer fue la siguiente: 5,7 g de Na₂HPO₄; 6,2 g de KH₂PO₄; 0,6 g de MgSO₄ ^.7 H₂O; 13,2 g CaCl₂ ^. 2 H₂O; 10 g de MnCl₂ ^. 4 H₂O; 1 g de CaCl₂ ^.6H₂O; 0.8 g FeCl₂ ^. 2 H₂O, 35 g de NaHCO₃ y 4 g de NH₄HCO₃. El procedimiento se realizó en atmósfera de CO₂, con el propósito de garantizar las condiciones de anaerobiosis estricta.

Cultivo de microorganismos del rumen. Se utilizó la técnica de cultivo de ^{Hungate (1950)} en tubos rodados y en condiciones de anaerobiosis estricta.

La siembra de bacterias viables totales, celulolíticas y proteolíticas se efectuó en los medios de cultivo de ^{Caldwell y Bryant (1966)}. En el caso de las bacterias proteolíticas, se adicionó 10 % de leche descremada, según ^{Galindo et al. (1988)}. Para la determinación de la población de hongos se empleó el medio de cultivo de ^{Joblin (1981)}.

Para las inoculaciones (10 %) se utilizaron tres diluciones, y cada una de ellas se replicó tres veces. Los resultados se expresaron en unidades formadoras de colonia (UFC) para las bacterias y en unidades formadoras de talo (UFT) para los hongos por mililitro de líquido del rumen (mL) en la dilución determinada.

Conteo de protozoos del rumen. Para realizar los conteos de protozoos, las muestras de líquido ruminal se preservaron en una solución de formol al 10 %. Los protozoos se contaron directamente al microscopio óptico en cámara de Neubauer, luego de teñirlos con una solución de violeta genciana al 0.01 % en ácido acético glacial. Para su lectura al microscopio óptico, se utilizó una dilución 1:1 (v/v). De igual manera, los conteos se expresaron como células por mililitro de líquido del rumen (mL) en la dilución determinada.

Determinación de la composición química de los materiales vegetales. El análisis de la composición química de los materiales vegetales de tithonia, evaluados en cada uno de los tratamientos, se realizó según las técnicas descritas por la ^{AOAC (2016)} y se indican en cada caso. Las fracciones fibrosas se determinaron por el procedimiento de ^{Goering y van Soest (1970)}. La composición química de las colectas de tithonia evaluadas se muestra en la tabla 1.

Tabla 1 Composición química de algunos materiales vegetales de tithonia estudiados, % MS 

Colectas	PB	FDN	FDA	Celulosa	Lignina	Cenizas
mv-12	23.39	50.1	44.93	28.23	11.87	16.88
mv-14	21.71	48.89	42.89	26.64	10.97	14.36
mv-17	21.01	48.23	44.27	30.63	10.95	17.83

Determinación de productos finales de la fermentación. La concentración de NH₃ se determinó según la técnica descrita por ^{Conway (1957)}. La concentración de ácidos grasos de cadena corta totales e individuales (AGCC) se registró mediante cromatografía gaseosa.

Medición de pH. Se determinó mediante lectura en pH metro digital, marca Sartorius

Cálculo del balance estequiométrico de la fermentación ruminal. Se utilizó el programa BALANCE - RUMETANO para estimar el balance estequiométrico de la fermentación ruminal y la contribución al metabolismo animal (^{Stuart 2015}).

Diseño experimental y procesamiento estadístico. Se aplicó un diseño completamente aleatorizado, con arreglo factorial. Los factores fueron los tratamientos y las horas de fermentación (cuatro tratamientos y tres horas de fermentación). Para el procesamiento de los resultados se empleó el análisis de varianza multivariada. En caso de encontrar interacción entre los tratamientos y los horarios de muestreo, se aplicó un modelo de parcelas divididas, donde los tratamientos fueron la parcela principal, y los horarios de muestreo la subparcela. En caso de no encontrar interacción, se utilizó un modelo lineal para los efectos de los tratamientos y las horas de muestreo. Se aplicó la dócima de ^{Duncan (1955)} para P < 0.05, cuando fue necesario. Se usó el programa estadístico INFOSTAT, propuesto por ^{Balzarini et al. (2001)}.

Tratamiento estadístico a los conteos de microorganismos. Se determinó la normalidad y la homogeneidad a la información obtenida a partir de los resultados experimentales. Los conteos de microorganismos viables se transformaron según Log N, para garantizar las condiciones de normalidad en la curva de crecimiento. Para el análisis se aplicó la fórmula $(\mathrm{K}+\mathrm{N}).{10}^{\mathrm{x}}$ , donde:

K	- es la constante que representa el logaritmo de la dilución a la que se inoculó el microorganismo.
N	- es el logaritmo del conteo de colonias, determinado como UFC/mL, UFT/mL, o células/mL.
10	- es la base de los logaritmos.
X	- es la dilución a la que se efectuó la inoculación.

Resultados y Discusión

No hubo interacción significativa entre los tratamientos y las horas después de iniciada la fermentación para las poblaciones microbianas de bacterias viables totales y hongos celulolíticos ruminales (0, 3 y 6 h después de la fermentación). La tabla 2 muestra los resultados.

Tabla 2 Efecto del material vegetal de tithonia en la población de bacterias viables totales y hongos celulolíticos 

	Material vegetal	Pasto estrella	mv-12	mv-14	mv-17	EE (±) Signif.
Indicadores
Bacterias totales, 10^11UFC/mL		10.00^a	6.11^b	11.59^a	6.78^b	1.09 P=0.0012
Hongos celulolíticos, 10^5 UFT/mL		6.98^b	12.00^a	10.41^a	9.07^ab	0.99 P=0.0049

UFC: unidades formadoras de colonias

UFT: unidades formadoras de talos

a, b medias diferentes en la misma fila difieren a P < 0.05 (^Duncan1955)

Los mv-12 y mv-17 propiciaron poblaciones de bacterias viables totales menos numerosas (P=0.0012), mientras que el mv-14 mantuvo iguales poblaciones que el control de pasto estrella. El efecto de tithonia en la población total de bacterias del rumen fue muy variable en los diferentes experimentos y materiales vegetales evaluados. ^{Galindo et al. (2018)} lo atribuyeron al efecto defaunante que produce este vegetal, como consecuencia de relaciones ecológicas de predación que ejercen los protozoarios en las bacterias totales.

Los mv-12 y mv-14 fueron capaces de incrementar las poblaciones de hongos celulolíticos del rumen (P=0.0049) respecto al control, mientras que el mv-17 presentó poblaciones fúngicas intermedias entre el control de pasto estrella y los otros dos materiales vegetales de tithonia evaluados.

De gran importancia es el incremento de las poblaciones de hongos celulolíticos del rumen registradas en este experimento, ya que aunque estos grupos microbianos numéricamente son menores que las bacterias celulolíticas, sus enzimas extracelulares son capaces de degradar, en mayor magnitud, los materiales celulósicos que contienen los vegetales. Se estima que aproximadamente 58 % de la celulolisis ruminal se debe a la presencia de los referidos microorganismos, que son capaces de adherir, colonizar y degradar los materiales celulósicos e incluso, modificar la estructura de la lignina.

En la presente investigación se demostró el efecto del tiempo de fermentación en la presencia de hongos celulolíticos del rumen (tabla 3). A las 3 y 6 h posteriores al inicio de la fermentación, las poblaciones de hongos fueron altamente significativas (P<0.001) con respecto a las registradas a la hora cero (antes de iniciada la fermentación). Las poblaciones de bacterias viables totales no mostraron diferencias entre las horas de muestreo que se evaluaron.

Tabla 3 Efecto del tiempo de fermentación en la población de bacterias viables totales y hongos 

	Tiempo, h	0	3	6	EE (±) Signif.
Indicadores
Hongos, 10^5UFT/mL		5.92^b	10.70^a	12.23^a	0.86 P<0.0001
Bacterias viables totales, 10^11UFC/mL		7.83	10.14	7.89	0.94 P=0.1495

UFC: unidades formadoras de colonias, UFT: unidades formadoras de talos

La evaluación de la dinámica poblacional de las bacterias celulolíticas del rumen con la inclusión de los materiales vegetales de tithonia se muestra en la figura 1. Con la inclusión de los mv-12, mv-14 y mv-17 en la dieta se lograron mayores poblaciones de bacterias celulolíticas a las 3 y 6 h después de iniciada la fermentación con respecto a lo obtenido con pasto estrella.

Figura 1 Efecto del material vegetal de tithonia y el tiempo de fermentación en la población de bacterias celulolíticas ruminales, 10⁶ UFC/mL, EE ± 3.11, P = 0.0267 

El tratamiento que incluyó el mv-12 presentó poblaciones de bacterias celulolíticas similares a las 3 y 6 h. Mientras, la inclusión de los materiales vegetales 14 y 17 se destacó por su variabilidad. El mv-17 se destacó por producir altas poblaciones de bacterias celulolíticas, a las 3 como a las 6 h posteriores al inicio de la fermentación. Estos resultados son similares a los que obtuvieron ^{Ruiz et al. (2017)} con materiales de T. diversifolia, colectados en la región occidental de Cuba.

Los resultados relacionados con la presencia de bacterias y hongos celulolíticos, cuando se utilizaron los mv- 12, mv- 14 y mv-17 coinciden con los que lograron López et al. (2019), quienes encontraron mayores valores de degradabilidad ruminal de la FDN y FDA con los referidos materiales vegetales de tithonia.

Los diferentes materiales vegetales de tithonia mostraron su efecto en la población de protozoos ruminales. Hubo interacción (P<0.0001) entre los tratamientos y los tiempos de fermentación en este indicador (figura 2). Como se puede observar, a las 3 y 6 horas posteriores al inicio de la fermentación, todos los materiales vegetales presentaron poblaciones de protozoos superiores al control de pasto estrella y las mayores fueron a las 6 horas los materiales vegetales mv-14 y mv-17.

Figura 2 Efecto del material vegetal de tithonia y el tiempo de fermentación en la población de protozoos ruminales, 10⁵ células/ mL, EE ± 0.55 P < 0.0001 

El efecto de diferentes colectas de tithonia en la población de protozoos se ha estudiado en experimentos precedentes de ^{Galindo et al. (2012)} y ^{Galindo et al. (2018)}, en los que se demostraron disminuciones en su población. Entre las ventajas de la reducción protozoaria o la defaunación se encuentran: incremento de la población de microorganismos celulolíticos, estabilización del pH del rumen, decrecimiento del amoníaco libre, reducción de la metanogénesis, e incremento en la eficiencia de utilización digestiva de diferentes dietas, fundamentalmente las fibrosas.

Los resultados que se obtuvieron coinciden con informes de compilación de Hristov (2013), en los cuales se asevera que el aporte más sobresaliente de la reducción de protozoos en el rumen es que mejora el metabolismo energético y reduce las pérdidas por concepto de producción de metano, que es un contaminante ambiental. Este efecto quedó demostrado en esta investigación. Al respecto, ^{Leng (2014)} informó que la defaunación reduce la emisión entérica de CH₄, debido al flujo de células microbianas desde el rumen y a la reducción en la relación acetato/propionato, eventos que se consideran sumideros de electrones.

En la tabla 4 se presenta la población de bacterias proteolíticas y el pH del rumen. En ambos indicadores de la fermentación ruminal, se encontró interacción entre los tratamientos y los tiempos de fermentación. Con respecto a la población de bacterias proteolíticas, se destacan los altos valores de estos grupos a las 6 h, cuando se utiliza mv-12, mv-14 y mv-17, lo que no difiere de lo obtenido con mv-12 y mv-14, a las 3 h de fermentación.

Tabla 4 Efecto del material vegetal de tithonia y del tiempo de fermentación en la población de bacterias proteolíticas y pH del rumen 

Indicadores	mv	Tiempo, h			EE (±) Signif.
		0	3	6
Bacterias proteolíticas, 10^6UFC/mL	Pasto estrella	6.94^d	5.08^d	3.39^d	6.51 P=0.0006
	mv-12	16.78^bcd	36.78^ab	34.11^abc
	mv-14	15.33^cd	36.22^ab	37.11^ab
	mv- 17	6.33^d	15.67^cd	42.67^a
pH	p. estrella	6.39^c	6.44^c	6.14^d	0.07 P<0.0390
	mv-12	6.73^ab	6.68^ab	6.66^b
	mv-14	6.84^ab	6.79^ab	6.88^a
	mv-17	6.69^ab	6.78^ab	6.81^ab

a, b, c, d = medias diferentes en la misma fila difieren a P < 0.05 (^{Duncan 1955})

Resulta importante destacar que el mv-17 presentó 2.47 y 2.72 veces más bacterias proteolíticas a las 3 y 6 h después de iniciada la fermentación, respectivamente. En los mv-12 y mv-14 fueron 2.19 y 2.36 veces, respectivamente, más numerosas a las 3 h con respecto a la población encontrada antes de iniciar la fermentación. A las 6 h no hubo incremento.

Los resultados que se encontraron en las poblaciones de bacterias proteolíticas se relacionan con el alto contenido en PB de estos materiales y, de manera específica, con la solubilidad de la proteína. Las mayores poblaciones de bacterias que degradan las proteínas en el rumen están condicionadas por factores como su alto contenido en proteínas y su solubilidad. Esto produce la eliminación del grupo amino terminal de las mismas, mayor liberación de amoniaco y, consecuentemente, incremento del pH.

En esta investigación, con todos los materiales vegetales de tithonia y tiempos evaluados, el pH del rumen fue superior con respecto al pasto estrella, lo que confirma la hipótesis antes expuesta (tabla 4).

Debido a la presencia de los diferentes materiales vegetales de tithonia, no se encontró efecto en el porciento molar de ácido acético y ácido propiónico ruminal, determinado como por ciento de la concentración total de los AGCC en el rumen (tabla 5). En todos los casos, el patrón de fermentación fue acético. ^{Ramírez et al. (2014)} informaron que la actividad microbiana ruminal produce variadas concentraciones de AGCC, los que se absorben a través del epitelio ruminal y se utilizan como fuente energética. Otros productos del proceso fermentativo, como dióxido de carbono (CO₂) e hidrógeno (H₂), no se utilizan por el rumiante, pero sirven como sustrato para una comunidad particular de microorganismos pertenecientes al dominio Archaea, los metanógenos. Estos microorganismos producen metano (CH₄) como estrategia metabólica para obtener la energía necesaria para su crecimiento.

Tabla 5 Efecto de materiales vegetales de tithonia en la concentración de AGCC en rumen y algunos elementos del balance estequiométrico de la fermentación 

	Tratamiento	Control	mv-12	mv-14	mv-17	EE (±) Signif.
Indicador
Ácido acético, %		69.03	62.32	67.08	67.49	1.65 P=0.0581
Ácido propiónico, %		16.41	17.41	16.30	14.72	0.62 P=0.0503
CH4, g/kg MO digestible		37.4^b	32.6^a	33.2^a	32.33^a	2.53 P=0.0477
Acético/propiónico		4.22^ab	3.58^b	4.13 ^ab	4.77^a	0.23 P=0.0200

En este experimento no fue posible determinar la concentración de metano, razones que condujeron a su estimación a partir de la ecuación de ^{Sauvant et al. (2011)}, quienes consideraron que la producción de metano que tiene lugar en el rumen se relaciona con el contenido en proteína cruda de los alimentos consumidos. Al respecto, se informa que el contenido en CH₄, determinado en gramos /kg de MO digerida = 40,1 - (0,32 × PC), % de MS.

Los valores de metano fueron 37.4, 32.6, 33.2 y 32.33 g/kg de MO digerida para pasto estrella y los materiales vegetales de T. diversifolia mv-12, mv-14 y mv- 17, respectivamente. Los diferentes materiales vegetales no difirieron entre sí para este indicador, pero produjeron menos metano que el pasto estrella (P=0.0477).

Resultados similares a los de esta investigación informaron ^{Delgado et al. (2011)} y Pérez-Can et al. (2020), cuando se evaluaron follajes de diferentes plantas tropicales. Los autores encontraron que leucaena y tithonia fueron las plantas que menos metano produjeron (mL/gMS) con respecto a otras diez, y señalaron que la respuesta se asocia al mayor contenido en taninos condensados y saponinas que actúan sobre los metanógenos y protozoarios, además de que tienen la capacidad de incrementar la proporción molar de ácido propiónico.

La relación acético/propiónico (tabla 5) varió de forma errática entre los tratamientos, sin diferencias entre los materiales vegetales y el control de pasto estrella. Sin embargo, es evidente que el mv-12 y el mv-17 difirieron entre sí (P=0. 0200).

A partir de estos resultados, se concluye que los mv- 12, mv- 14 y mv-17, obtenidos en la región oriental de Cuba, propiciaron modificaciones en el ecosistema ruminal, al incrementar la población de organismos celulolíticos totales y las bacterias proteolíticas, además de reducir la población de protozoos y el metano estimado a partir de la concentración en PB.

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Recibido: 19 de Octubre de 2021; Aprobado: 06 de Diciembre de 2021

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