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Cultivos Tropicales

versión impresa ISSN 0258-5936versión On-line ISSN 1819-4087

cultrop vol.42 no.1 La Habana ene.-mar. 2021  Epub 31-Mar-2021

 

Artículo original

Aclimatización de plántulas de Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners) cultivar 'Mariachi Blue' con un oligogalacturonido

Marian Rodríguez-Hernández1 
http://orcid.org/0000-0002-5992-1897

Humberto Izquierdo-Oviedo2  * 
http://orcid.org/0000-0002-0622-2785

Lluvia de Abril A. Soriano-Melgar3 
http://orcid.org/0000-0002-6502-3196

Víctor Manuel Calaña-Janeiro1 
http://orcid.org/0000-0003-1730-2868

Idalmis de la Caridad Hernández-Escobar4 
http://orcid.org/0000-0002-4199-5273

Dayne Horta-Fernández2 
http://orcid.org/0000-0003-3222-2065

Rodolfo Guillama-Alonso2 
http://orcid.org/0000-0002-6961-7864

1Universidad Agraria de La Habana “Fructuoso Rodríguez Pérez”, carretera a Tapaste y Autopista Nacional, San José de las Lajas, Mayabeque, Cuba

2Instituto Nacional de Ciencias Agrícolas (INCA), carretera San José-Tapaste, km 3½, Gaveta Postal 1, San José de las Lajas, Mayabeque, Cuba. CP 32 700

3Centro de Investigación en Química Aplicada (CIQA). Saltillo, Coahuila de Zaragoza. México

4Unidad Docente “William Soler” de la Universidad Agraria de La Habana (UNAH), carretera Bejucal Quivicán, Quivicán, Mayabeque, Cuba. CP 33 500

RESUMEN

Los oligogalacturónidos son sustancias que regulan el crecimiento y el desarrollo de las plantas y estimulan las respuestas defensivas; sin embargo, no existe información acerca de los efectos que estos compuestos ejercen cuando las plántulas in vitro de Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners) se transfieren a las condiciones ex vitro, por lo que se llevó a cabo un experimento con el objetivo de evaluar la influencia de un oligogalacturonido de origen péctico (mOLG) en las plántulas de Lisianthus cultivar ‘Mariachi blue’ durante la fase de aclimatización. Los tratamientos consistieron en la aspersión foliar de las plántulas en el momento del trasplante y 15 días después del mismo, a razón de 2 mgL-1 de AIA; 1, 5 y 10 mgL-1 de la mOLG y se utilizó un tratamiento control en el que no se realizó aspersión foliar. Se evaluaron variables morfológicas: altura y número de hojas por planta y, fisiológicas: masa fresca y seca de la planta, contenido relativo de agua (CRA) y fotosíntesis. El experimento se realizó mediante un diseño completamente aleatorizado con tres repeticiones. Los datos fueron analizados mediante un ANOVA simple y las medias entre los tratamientos se procesaron mediante la prueba de Tukey (p(0,05). Las plántulas asperjadas con la mOLG (1 mgL-1), alcanzaron la mayor altura (9,37 cm), el número de hojas osciló entre 9-10 y las que se trataron con la mOLG (10 mgL-1), presentaron mayor masa fresca; sin embargo, las plántulas tratadas con la mOLG (1 mgL-1), alcanzaron mayor masa seca (0,209845 g), CRA (90,75 %) y, fotosíntesis (12,873 μmol CO2m-2s-1). Existe potencial para el cultivo de esta flor de corte en Cuba.

Palabras clave: adaptación; bioestimulador del crecimiento; fisiología; flores; supervivencia

INTRODUCCIÓN

Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners), pertenece a la familia Gentianaceae, es una planta herbácea bienal, cultivada como anual, de tallo erecto, con follaje y flores vistosas 1. Es una planta ornamental de corte, nativa de los estados del Norte de México y el sur de Estados Unidos. Actualmente, se cultiva principalmente en Japón, Europa y Estados Unidos debido a la gran diversidad de flores y alta productividad que presenta 2. Su hábitat natural le permite adaptarse a condiciones de baja humedad relativa y temperaturas, hasta cierto punto, extremas; crece a lo largo del cauce de ríos y arroyos, donde siempre tiene acceso al agua 3.

El interés de la producción de esta especie se relaciona con la gran diversidad de flores y su elevada productividad 4. Lisianthus es un cultivo floral relativamente nuevo en el mercado internacional; sin embargo, se ha ubicado rápidamente entre las principales flores de corte a nivel global. En el año 2012 en Estados Unidos y Taiwán se comercializaron entre 10 y 14,9 millones de tallos de Lisianthus, respectivamente. En el año 2008, en Japón se comercializaron 23,4 millones de tallos de esta especie; además, se debe destacar que Lisianthus ocupó el tercer lugar entre las especies ornamentales por superficie sembrada (435 ha) y en ese mismo año, en Taiwán se ubicó en el sexto lugar, también por superficie sembrada (130 ha), mientras que en los Países Bajos alcanzó el décimo lugar (45 ha). Durante los años 2017 y 2018, se ha continuado incrementado la superficie de siembra de esta especie ornamental por su elevado potencial productivo y para su comercialización 5.

Según estudios realizados 6, la propagación por semillas de las plantas de Lisianthus es complicada y difícil, debido a la lenta germinación y crecimiento. Además, las poblaciones de plántulas que se obtienen son variables con respecto al tiempo de floración, la longitud del tallo y las cualidades de las flores. La propagación vegetativa de cultivares seleccionados puede proporcionar una alternativa útil a la propagación de semillas.

Por lo tanto, la micropropagación sirve como una potente herramienta para desarrollar un método de propagación rápida de genotipos seleccionados de Lisianthus. La multiplicación clonal de estas flores de corte, especialmente a través del cultivo de tejidos, puede proporcionar una alternativa útil a la propagación por semillas, por lo que se obtiene material de plantación de mejor calidad. La multiplicación in vitro de genotipos élites ofrecen la oportunidad para multiplicar gran cantidad de material de siembra libre de enfermedades y vigoroso en el menor tiempo posible 6.

La introducción en Cuba, a través del intercambio de germoplasma resulta de gran importancia, ya que contribuye a incrementar la diversidad de flores de corte, una vez que se tenga una metodología para su multiplicación. Por otra parte, se abrirían nuevos horizontes para la investigación en la fisiología y mejoramiento genético para las condiciones edafoclimáticas del país.

Una vez finalizada la propagación in vitro de las plántulas es imprescindible la adaptación de las mismas a las condiciones ambientales ex vitro no controladas, tanto en casa de cultivo como en condiciones de campo; esta fase se conoce como aclimatización. Las plantas deben aclimatizarse desde el punto de vista morfológico y fisiológico después de su transferencia del cultivo in vitro a las condiciones ex vitro; es decir, que cambian su metabolismo heterotrófico o mixotrófico al autótrofo 7.

Como resultado del ambiente in vitro, las plantas presentan una anatomía y fisiología diferente a las que son cultivadas en condiciones de campo o casas de cultivo 8. Los desórdenes observados afectan todos los órganos de la planta, aunque no todos tienen el mismo peso sobre el comportamiento ex vitro. Dentro de estos desórdenes se encuentran el pobre desarrollo del aparato fotosintético, de la cutícula de las hojas, la emisión de raíces no funcionales sin conexión con los haces conductores y otros más que pueden afectar la supervivencia de las plantas en la fase de aclimatización 9.

La introducción de sustancias activas de producción nacional en la metodología de regeneración in vitro de plantas de Lisianthus, pudiera constituir una alternativa para mejorar el enraizamiento y aclimatización ex vitro de las plántulas.

De las sustancias bioactivas de mayor uso en la actualidad se encuentra el bioestimulador del crecimiento de producción nacional llamado Pectimorf®, que es mezcla de (1-4) α-D-oligogalacturónidos, con grado de polimerización de entre 9 y 16 (10,11). El mismo ha sido estudiado en cultivos como papaya (Carica papaya L.), cultivar “Maradol roja” (16) y ajo (Allium sativum L.), clon ‘Criollo-9’ (17), con resultados favorables. Puede resultar una alternativa para la propagación in vitro de diferentes cultivares de Lisianthus, con lo cual se lograría mayor uniformidad de las plántulas y se alcanzaría un mayor vigor y supervivencia de las mismas durante la fase de aclimatización.

Por todo lo antes expuesto el objetivo de este trabajo fue evaluar la influencia de un oligogalacturonido de origen péptico (mOLG) en vitroplantas de Lisianthus cultivar ‘Mariachi blue’ durante la fase de aclimatización.

MATERIALES Y MÉTODOS

El experimento se llevó a cabo en el Departamento de Genética y Mejoramiento de las Plantas del Instituto Nacional de Ciencias Agrícolas (INCA), Cuba.

Material vegetal

Se emplearon plántulas in vitro de Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners) cultivar ‘Mariachi blue’ de al menos 3 cm de altura y 4 hojas, provenientes de la fase de multiplicación in vitro, obtenidas en un medio de cultivo MS + 6-BAP (2 mgL-1) y sin raíces, provenientes del tercer subcultivo, que se realizaron entre los 21-25 días y todas las plántulas in vitro procedían del mismo lote de micropropagación.

Condiciones de cultivo

Las plántulas provenientes del cultivo in vitro se plantaron en bandejas plásticas de 40 alvéolos, que tenían una capacidad de 90,0 cm3 y contenían un sustrato compuesto por materia orgánica (cachaza) y suelo Ferralítico Rojo compactado eútrico, en una proporción en volumen de 75 y 25 %, respectivamente. El sustrato empleado no se desinfectó. A las plántulas se les garantizó el riego por nebulización en los primeros siete días, durante 2 minutos (9:00 am, 12:00 m y 3:00 pm) para lograr una elevada humedad relativa (90-95 %). Para el sombreo se utilizó una malla negra (70 % de reducción de luz solar). Las características químicas del sustrato se muestran en la Tabla 1.

Tabla 1 Características químicas del sustrato empleado para la aclimatización de las plántulas in vitro de Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners) cultivar ‘Mariachi blue’ 

Sustrato pH H2O M.O (%) P (ppm) K Ca Mg Na
Cmolkg-1
Cachaza: Suelo (75 %: 25 %) 7,0 13,93 2640 4,71 29,4 8,27 0,49

Los tratamientos se realizaron por aspersión foliar de las plántulas en el momento del trasplante a las bandejas plásticas y 15 días después del trasplante se asperjaron a razón de 2 mL por plántula.

Tratamientos

  1. Control (sin aspersión foliar).

  2. Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con AIA (2 mgL-1).

  3. Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (1 mgL-1).

  4. Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (5 mg L-1).

  5. Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (10 mgL-1).

Evaluaciones

A partir de los siete días, se realizaron las diferentes evaluaciones y a los 60 días se tomaron los datos durante la fase de aclimatización. Se evaluó:

  • Porcentaje de supervivencia de las plantas: total de explantes vivos que sobrevivieron con respecto al total de explantes, para determinar posteriormente el porcentaje de supervivencia.

  • Altura de las plantas (cm): se midió con una regla graduada, desde la base del sustrato hasta la última hoja completamente extendida.

  • Porcentaje de enraizamiento de las plantas: total de plantas enraizadas con respecto al total que se trasplantó y posteriormente se determinó el porcentaje de enraizamiento.

  • Número de hojas por plantas: se contó el total de hojas y posteriormente se obtuvieron las medias para cada tratamiento.

En el caso de las variables fisiológicas, se tomaron tres plantas al azar provenientes de los diferentes tratamientos y se determinó:

  • Masa fresca de las plantas (MFP) (g): se determinó la masa del tallo y las hojas, así como de las raíces (en las plantas que presentaron ese órgano) de las plantas en una balanza analítica marca SARTORIUS (Francia) (0,001 g

  • Masa seca de las plantas (MSP) (g): se tomaron plantas, que se colocaron en una estufa marca MEMMERT (Alemania) a una temperatura de 75±5 °C durante 72 horas y, posteriormente, se determinó la masa en una balanza analítica marca SARTORIUS (Francia), hasta que la masa fuera constante.

  • Contenido de clorofilas totales (CCT) (Unidades SPAC): se utilizaron cinco hojas de cada planta. Las mediciones se realizaron en unidades SPAC y se empleó un Medidor de Clorofila Minolta SAPD-502 Plus fabricado en España.

  • Contenido Relativo de Agua (CRA) [%]: se determinó en las dos primeras hojas de la planta (hojas más jóvenes), medidas desde el ápice hacia la base de las mismas y con un instrumento de 0,5 cm de diámetro, se extrajeron entre 4-5 discos de la hoja, a los cuales se les determinó la masa y se colocaron en agua destilada por 4 h. Posteriormente, se volvió a determinar la masa y se colocaron en una estufa marca MEMMERT (Alemania) a una temperatura de 75±5°C durante 72 horas y, posteriormente, se determinó la masa en una balanza analítica marca SARTORIUS (Francia), hasta que la masa fuera constante. El CRA se calculó con la fórmula:

CRA = [(masa fresca-masa seca) / (masa fresca-masa seca)] x 100

  • Fotosíntesis máxima (μmol CO2m-2s-1): para las determinaciones se utilizaron hojas totalmente expandidas en la misma posición (hojas uno y dos) contadas desde la base hacia el ápice, a los 60 días. Se realizaron las determinaciones en tres plantas por tratamiento con cinco mediciones en cada una para un total de 15 mediciones. La misma se determinó con el equipo CIRAS-2 (Sistema Portátil de Fotosíntesis, Reino Unido), acoplado a una cubeta universal PLC6. Las mediciones se realizaron siempre entre las 8:30-9:30 am.

  • Transpiración total (mmolH2Om-2s-1): se siguió un procedimiento similar que para determinar la Fotosíntesis máxima.

  • Conductancia estomática (CE) (mmolm-2s-1): se siguió un procedimiento similar que para determinar la Fotosíntesis máxima.

Diseño experimental y análisis de los datos

Se empleó un diseño completamente aleatorizado con 10 plantas por tratamiento. El experimento se repitió tres veces. Los datos se procesaron mediante Análisis de Varianza de Clasificación Simple (ANOVA) con el programa SPSS 11.5 para Windows (SPSS, Inc., Chicago, IL) y la comparación entre las medias se realizó de acuerdo a la prueba de Tukey (p(0,05). En todos los casos, previamente se chequeó la distribución normal (Kolmogorov-Smirnov) y la homogeneidad de varianza (Bartlett) 12.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

En relación con el porcentaje de supervivencia de las plantas hubo diferencias significativas entre los tratamientos (Figura 1). Los mejores resultados los obtuvieron las plantas del tratamiento 3 [Aspersión foliar en el momento del trasplante (AFMT) y15 días después del trasplante (AFDT) con la mOLG (1 mgL-1)], con 100 % de supervivencia y se diferenciaron de las del resto de los tratamientos. En general, las plantas cuando se les aplicó el AIA o la mOLG con independencia de la concentración, la supervivencia fue elevada, osciló entre 90-100 %; solo las plantas del tratamiento control, obtuvieron una supervivencia inferior al 90 %.

Según algunos autores 13, al transferir las plántulas de Lisianthus provenientes del cultivo in vitro a una sustrato compuesto por una mezcla de cáscara de arroz quemado y estiércol orgánico y sumergiéndolas en una solución de pesticida al 1 % y recubriendo las macetas con un plástico transparente, durante 15 días, en un área de intensidad de luz reducida (100-120 μmolm-2s-1) se produjo una elevada supervivencia de las mismas (81-100 %), 90 % como promedio después de un mes de aclimatización.

En estudios realizados en las plántulas de Lisianthus14, en un medio de cultivo basal MS enriquecido con AIB (0,5 y 1,5 mgL-1) presentaron un mejor porcentaje de enraizamiento in vitro; se aclimatizaron mejor y al transferirlas a invernadero mostraron un crecimiento normal y una supervivencia del 90 %.

En la Figura 1 se observa el porcentaje de enraizamiento de las plantas y hubo diferencias significativas entre los tratamientos. Los mejores resultados se obtuvieron con el empleo del AIA (Tratamiento 2) y la mOLG (1, 5 y 10 mgL-1) con la AFMT y con la AFDT, con 100 % de enraizamiento, sin diferencias entre las plantas, pero sí se diferenciaron de las del tratamiento control, que obtuvieron un 90 % de enraizamiento.

Los mejores resultados con las plantas de Lisianthus cultivar 'Azul', según algunos autores 15, se obtuvieron con concentraciones de AIA de 1000 y 500 ppm (mgL-1), equivalentes a 100 y 92 % de enraizamiento, respectivamente.

Medias con letras distintas difieren estadísticamente según la prueba de Tukey (p(0,05) (* significativo para p<0,1; *** significativo para p(0,001)

1- Control (sin aspersión foliar)

2- Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con AIA (2 mg L-1)

3- Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (1 mg L-1)

4- Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (5 mg L-1)

5- Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (10 mg L-1)

EEx.- error estándar de la media. D.E.- desviación estándar

n- total de explantes del experimento en las tres repeticiones

AIA.- ácido indol acético

mOLG.- mezcla de oligogalacturónidos

Figura 1 Porcentaje de supervivencia y enraizamiento de las plantas de Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners) cultivar ‘Mariachi blue’ tratadas o no con Pectimorf® mOLG, a los 60 días una vez finalizada la fase de aclimatización (n=30) 

Por otra parte, algunos autores plantearon que en la papaya (Carica papaya L.) cultivar ‘Maradol roja’, el mayor porcentaje de plantas con raíces (84,2 %) se obtuvo con la concentración de 9 mgL-1 de Pectimorf® en complemento con la auxina AIB 16.

También otros autores informaron en el ajo (Allium sativum L.) clon ‘Criollo-9’, que el enraizamiento de los microbulbillos se incrementó mediante su inmersión 15 minutos y la aspersión foliar 15 días después de la plantación en una solución de Pectimorf® (10 mgL-1) y cuando los mismos se plantaron en un sustrato compuesto por zeolita [litonita] (25 %) y materia orgánica [cachaza descompuesta] (75 %) 17.

Puede existir una activación de la biosíntesis de los oligogalacturónidos como la mOLG cuando se aplican exógenamente en las plantas e influyen en la supervivencia de las mismas y, por consiguiente, en su crecimiento y desarrollo. Por otra parte, durante la fase de aclimatización, es probable que las plantas acumularan mayor biomasa durante la fase in vitro, que las condicionó favorablemente para sobrevivir al estrés provocado por el cambio a las condiciones ex vitro.

Con respecto a la altura de las plantas hubo diferencias significativas entre los tratamientos (Figura 2). Los mejores resultados lo obtuvieron las plántulas del tratamiento 3 que se trataron con la mOLG (1 mgL-1) [9,37 cm] y los más bajos fueron las del tratamiento 1 (Control) [6,53].

Se informó que las plantas de Lisianthus, tratadas con diferentes dosis de nitrógeno (50-300 mg) suministradas por fertirrigación no tuvo influencia en la altura del pedúnculo, que osciló entre 3,31-5,06 cm 18.

Según algunos autores, informaron que los mejores resultados se obtuvieron con la inmersión de las raíces de las plántulas durante 15 minutos y la aspersión foliar de las mismas 15 días después de la plantación con Pectimorf® (5 y 10 mgL-1), cuyos valores respectivos fueron 14,17 y 14,42 cm 19, sin diferencias estadísticas entre ellos ni con ANA a la concentración de 10 mgL-1, con 14,12 cm de altura.

En la propia Figura 2, se aprecia que no hubo diferencias significativas entre los tratamientos con respecto al número de hojas, que osciló entre 9-10 por plantas. Resultados similares se informaron en ajo, clon ‘Criollo-9’ 17, con un número de hojas que fue de 2,37 cuando se realizó la inmersión de las raíces durante 15 minutos en una solución de Pectimorf® (10 mgL-1), pero sin diferencias estadísticas con esa oligosacarina, a la concentración de 5 mgL-1 (2,27) o en ANA (10 mgL-1) (2,20) y la aspersión foliar de las plántulas 15 días después de la plantación con la misma concentración de esas sustancias.

Medias con letras distintas difieren estadísticamente según la prueba de Tukey (p(0,05) (*** significativo para p(0,001)

1.- Control (sin aspersión foliar)

2.- Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con AIA (2 mg L-1)

3.- Aspersión foliar en el momento deltrasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (1 mg L-1)

4.- Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (5 mg L-1)

5.- Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (10 mg L-1)

EEx.- error estándar de la media. D.E.- desviación estándar

n- total de explantes del experimento en las tres repeticiones. n.s.- no signoficativo

AIA.- ácido indol acético. mOLG.- mezcla de oligogalacturónidos

Figura 2. Altura (cm) y número de hojas de las plantas de Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners) cultivar ‘Mariachi blue’ tratadas o no con la mOLG, a los 60 días una vez finalizada la fase de aclimatización (n=30) 

En relación con la masa fresca y seca de las plantas hubo diferencias significativas entre los tratamientos (Tabla 2). En el primer caso, los mejores resultados fueron para las plantas del tratamiento 5 (1,88888 g) y en el segundo caso, las del tratamiento 3 (0,209845 g). En ambos casos, las plántulas tratadas con la mOLG con independencia de la concentración (1, 5 o 10 mgL-1) alcanzaron resultados superiores a las tratadas con AIA o las del tratamiento control.

Según otros autores, las plántulas de Lisianthus cultivar ‘Mariachi blue’, cultivadas en zeolita modificada cargada con Ca2+ mostraron una mayor masa fresca de la plántula. Lo planteado, puede deberse a que el calcio interviene en la división celular, permeabilidad de las membranas celulares, por lo que le proporciona vigor a la planta 2.

Algunos autores, informaron que en el cultivo de la papa (Solanum tuberosum L.) la masa fresca de los minitubérculos fue mayor en las variedades ʻYuya’ con 18,67 g y ‘Grettel’ con 23,20 g, sin diferencias significativas entre ellas y sí con el resto de las variedades20. De igual manera, ‘Grettel’ mostró los mayores valores en la masa seca de los minitubérculos con 19,3 g sin diferencias significativas con ‘Ibis’ que alcanzó 19,4 g.

De acuerdo con estudios realizados), las variables masa fresca y masa seca de los rizomas no mostraron diferencias entre los tratamientos evaluados 21, obteniéndose valores de 11,88 g y 2,52 g respectivamente, valores similares a los obtenidos para el cultivo.

Tabla 2 Masa fresca y seca, así como contenido de clorofilas totales, contenido relativo de agua, fotosíntesis máxima, transpiración total y conductancia estomática de las plantas de Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners) cultivar ‘Mariachi blue’ tratadas o no con la mOLG, a los 60 días una vez finalizada la fase de aclimatización (n=5) 

No. MFP (g) MSP (g) CCT (Unidades SPAC) CRA (%) Fotosíntesis (μmol CO2.m-2s-1) Transpiración (mmol H2O.m-2s-1) CE (mmolm-2s-1)
1 1,58 e 0,15 e 56,33 d 80,00 c 10,81 d 9,00 e 0,33 d
2 1,61 d 0,16 d 60,08 c 81,85 b 11,54 c 9,47 d 0,40 c
3 1,70 c 0,20 a 70,97 a 90,75 a 12,87 a 11,27 a 0,50 a
4 1,75 b 0,17 c 66,66 b 89,57 a 12,12 b 10,84 b 0,46 b
5 1,88 a 0,18 b 62,01 c 82,12 b 12,09 b 10,00 c 0,40 c
E.Ex (() 0,0052*** 0,00061** 0,27*** 1,14* 0,39** 0,34*** 0,04***
D.E 0,07 0,01 3,32 1,80 0,45 0,41 0,05

MFP.- masa fresca de la planta. MSP.- masa seca de la planta. CCT.- contenido de clorofilas totales. CRA.- contenido relativo de agua. CE.- conductancia estomática. EEx.- error estándar de la media. D.E.- desviación estándar

AIA.- ácido indol acético. mOLG.- mezcla de oligogalacturónidos

n- total de explantes del experimento en las tres repeticiones

Medias con letras distintas difieren estadísticamente según la prueba de Tukey (p(0,05) (* significativo para p<0,1; ** significativo para p<0,01; *** significativo para p<0,001)

1- Control (sin aspersión foliar)

2- Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con AIA (2 mg L-1)

3- Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (1 mg L-1)

4- Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (5 mg L-1)

5- Aspersión foliar en el momento del trasplante y 15 días después del trasplante con la mOLG (10 mg L-1)

En el contenido de clorofilas en las plantas hubo diferencias significativas entre los tratamientos, tal como lo refleja la Tabla 2. Los mejores resultados lo alcanzaron las plantas del tratamiento 3 (AFMT) y (AFDT), con 70,97 unidades SPAC, que se diferenciaron de las plantas del tratamiento control, con 56,33 unidades SPAC. En sentido general, las plántulas que se trataron con la mOLG con independencia de la concentración fueron superiores a las del resto de los tratamientos, una vez finalizada la fase de aclimatización.

Los resultados anteriores pudieran indicar, que las plantas tratadas con la mOLG (Pectimorf®) al finalizar su aclimatización, están mejor nutridas y es posible que tengan un mayor contenido de clorofilas totales y, por consiguiente, están lista para su trasplante definitivo a macetas o campo.

Según algunas investigaciones realizadas, con diferentes líneas híbridas de Lisianthus encontró un elevado porcentaje de clorofila (unidades SPAC) en las líneas L5 (‘Nandini Lemon Doublel’) [60,5 %], seguida por L9 (‘Nandini Royal Violoet’) [58,3 %] y L8 (‘Nandini rose’) [54,8 %], mientras que los peores resultados fueron para el híbrido L15 (‘Nandini Lavender’) [33,3 %] 22. Otros autores también observaron una variación similar en el porcentaje de clorofilas en un estudio realizado con ocho líneas de Lisianthus 23; así como en crisantemo 24.

De acuerdo con estudios realizados, informaron que las plántulas de Lisianthus presentaron una respuesta similar en cuanto al contenido de pigmentos al aumentar la Conductividad Eléctrica (CE) [2,5; 4; 6 y 8 dSm-1] y el contenido de clorofilas totales respectivo fue: 2,85; 3,08; 2,05 y 2,79 mgg -1 (25) . Agregaron, que en las soluciones de 6 dSm-1 se observó una disminución en la concentración de clorofilas, la cual posteriormente se recuperó cuando las plantas se irrigaron con soluciones de 8 dSm-1; las plantas tratadas con Ca2+ adicional, logaron mantener una mayor concentración de los pigmentos en comparación con aquellas tratadas con 9 meqL-1 de Ca2+ cuando la CE de la solución fue de 6 y 8 dSm-1.

Los resultados relacionados con el Contenido Relativo de Agua (CRA) se muestran en la Tabla 2. Hubo diferencias significativas entre las plantas de los diferentes tratamientos. Los mejores resultados fueron para los tratamientos 3 y 4, con 90,75 y 89,57 %, respectivamente, sin diferencias significativas entre ellos; mientras que los resultados más bajos fueron para las plantas que se obtuvieron con el tratamiento 1 (control), con 80,00 %.

En estudios realizados con plantas de Lisianthus25, el CRA en hojas jóvenes osciló entre 69,7-89,1 % y en las maduras (76,0-80,3 %); en ambos casos; por lo general, disminuyó en plantas con 9 meqL-1 de Ca2+; sin embargo, en plantas suplementadas con Ca2+ adicional, se observó un aumento en el CRA, el cual supera al de las plantas con 9 meqL-1 cuando se trataron con soluciones de CE mayor de 4 dSm-1.

El mantenimiento del CRA en hojas jóvenes estuvo relacionado con la acumulación de una mayor biomasa por parte de las plantas tratadas con la mOLG, lo demás pudiera estar relacionado con un mayor potencial hídrico en las hojas.

Los bioestimuladores del crecimiento Biobras-6® (0,2 (molL-1) y Pectimorf® (0,47 (molL-1), influyeron positivamente en el CRA de las plantas de banano (Musa spp.) clon ‘FHIA-18’ (AAAB), cuando se sumergieron las raíces de las mismas y 15 días después de la plantación se asperjaron con las soluciones anteriores, los valores fueron 96,64 y 96,7 %, respectivamente 26.

La fotosíntesis, la transpiración y la conductancia estomática fueron otras variables fisiológicas que se evaluaron al finalizar la fase de aclimatización de las plantas de Lisianthus cultivar ‘Mariachi blue’. Hubo diferencias significativas entre los tratamientos (Tabla 2). Los mejores resultados lo obtuvieron las plantas del tratamiento 3 (AFMT y AFDT), con una fotosíntesis de 12,873 μmol CO2m-2s-1, la transpiración fue de 11,273 mmol H2Om-2s-1 y la conductancia estomática de 0,508 mmolm-2s-1. En sentido general, las plantas que se obtuvieron con la mOLG (Pectimorf®), con independencia de la concentración, mostraron los mejores resultados, cuando se evaluaron las variables fisiológicas anteriores.

Otros autores plantearon que las plantas del cultivar de Lisianthus ‘ABC Blue’, con independencia de la concentración de Ca2+ en la solución nutritiva, la CE afectó la tasa de fotosíntesis al presentarse una disminución 25) cuando la CE fue de 4 dSm-1(con 9 meqL-1 de Ca2+, la fotosíntesis fue de 10,1 μmol CO2m-2s-1ycon 13 meqL-1de Ca2+, la fotosíntesis fue de 9,4 μmol CO2m-2s-1) ; sin embargo, al aumentarla hasta 6 dSm-1 (con 9 meqL-1 de Ca2+, la fotosíntesis fue de 10,6 μmol CO2m-2s-1 y con 13 meqL-1 de Ca2+, la fotosíntesis fue de 11,4 μmol CO2m-2s-1) y 8 dSm-1 (con 9 meqL-1 de Ca2+, la fotosíntesis fue de 12,4 μmol CO2m-2s-1 y con 13 meqL-1 de Ca2+, la fotosíntesis fue de 12,0 μmol CO2m-2s-1), la tasa de fotosíntesis se recupera a niveles comparables al de las plantas con baja CE.

En general, en las plantas de Lisianthus cultivar ‘ABC Blue’, la conductancia de la hoja (con 9 meqL-1 de Ca2+, osciló entre 0,241-0,308 mol H2Om-2s-1 y con 13 meqL-1 de Ca2+, fue entre 0,219-0,312 mol H2Om-2s-1), así como la tasa de transpiración (con 9 meqL-1 de Ca2+, osciló entre 9,2-10,2 mmol H2Om-2s-1 y con 13 meqL-1 de Ca2+, fue entre 8,6-10,5 mmol H2Om-2s-1); por lo general, disminuyeron conforme se aumentaba la CE, independientemente del nivel de Ca2+ en la solución nutritiva 25.

Los resultados que se obtuvieron en las plantas in vitro de papaya (Carica papaya L.) cultivar ‘Maradol roja’ a los 37 días de cultivo, durante la fase de aclimatización, mostraron que el empleo de AIB (2 mgL-1) con zeolita como soporte, alcanzaron los mejores resultados con respecto a la fotosíntesis (3,828 μmol CO2m-2s-1), transpiración (1,506 mmol H2Om-2s-1) y conductancia estomática (34,85 mmolm-2s-1) y superaron a los tratamientos en los que se empleó el Pectimorf® (7, 9 y 12 mgL-1) y AIB (2 mgL-1) 17.

Los resultados antes expuestos 17 no coinciden con los de este trabajo, ya que la mOLG (Pectimorf®) con independencia de la concentración empleada (1, 5 y 10 mgL-1) favoreció la fotosíntesis, la transpiración y la conductancia estomática de las plantas de Lisianthus cultivar ‘Mariachi blue’; por lo que, para la aclimatización de las plántulas se debe emplear un sustrato compuesto por 75% de materia orgánica (cachaza descompuesta) y 25% de suelo Ferralítico Rojo compactado eútrico y realizar la aspersión foliar de las plántulas en el momento del trasplante y 15 días después de la plantación a razón de 2 mL por plántula con la mOLG (Pectimorf® [1 mgL-1]).

CONCLUSIONES

El empleo del bioestimulador de origen péctico (mOLG) tuvo un efecto positivo en las variables morfológicas y fisiológicas que se evaluaron en las plantas de Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners) cultivar ‘Mariachi blue’ al finalizar la fase de aclimatización.

RECOMENDACIONES

Que se realicen estudios de diferentes sustratos y condiciones de cultivo, así como del rendimiento y la calidad postcosecha de Lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners) cultivar ‘Mariachi blue’, como flor de corte.

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Recibido: 11 de Diciembre de 2019; Aprobado: 16 de Noviembre de 2020

*Autor para correspondencia: hioviedo@inca.edu.cu

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