Ciencia Animal

Efecto del carbonato de calcio en la fermentación sólida de residuos de poscosecha de Solanum tuberosum, inoculado con un preparado microbiano

L. M. Borrás^{1  *} 
http://orcid.org/0000-0002-3284-027X

Elaine. C. Valiño² 

A. Elías² 

J. J. Martínez¹ 
http://orcid.org/0000-0002-4906-7121

A. M. Sanabria¹ 

Mónica L. Becerra¹ 
http://orcid.org/0000-0002-0275-9008

¹Pedagogical and Technological University of Colombia, GIBNA research group UPTC. Avenida Central del Norte, Tunja, Boyacá, Colombia

²Instituto de Ciencia Animal (ICA). Carretera Central km 47 y medio, San José de las Lajas, Apartado Postal 24

Resumen

Para evaluar el efecto de incluir carbonato de calcio (CaCO3) en la fermentación sólida de residuos de poscosecha de Solanum tuberosum (papa), inoculado con un preparado microbiano, se utilizó un diseño completamente aleatorizado, con tres repeticiones por tratamiento. Los indicadores pH, materia seca, proteína bruta, proteína verdadera y concentración de microorganismos se analizaron según arreglo factorial 2x2x4, donde los factores fueron tiempo de fermentación (24 y 48 h), temperatura de incubación (20 y 25ºC) y porcentaje de inclusión de CaCO3 (0; 0.25; 0.50 y 0.75%). Para la concentración de ácidos orgánicos y amoniaco, se utilizó un arreglo factorial 2x2x3, que difirió del anterior en el porcentaje de CaCO3 (0.25; 0.50 y 0.75%). Se obtuvo que el pH se incrementó al añadir CaCO3 al 0.25 y 0.50 % e incubar a 20 ó 25ºC. Mientras, con la fermentación e incubación a 20 ºC, el pH disminuyó. La producción de ácido láctico aumentó con ambas temperaturas y durante la fermentación, y se favoreció el crecimiento de bacterias aerobias mesófilas y lácticas, al incluir CaCO3. Con la fermentación aumentó la materia seca y los porcentajes de proteína bruta y verdadera. Los mayores valores de estos indicadores se obtuvieron con 0.50 % de CaCO3 a 48 h (40.90, 19.09 y 13.8 %, respectivamente). Sin embargo, la síntesis proteica fue igual para 20 oC y 25 °C (72,76 %). Se concluye que el CaCO3 al 0.50 % favorece la fermentación de residuos poscosecha de S. tuberosum con el preparado microbiano, a 20 °C y 24 h.

Palabras clave: papa; ensilado; lactobacilos; aditivo

En la papa (Solanum tuberosum) se encuentran componentes nutritivos (energía, macronutrientes y micronutrientes), así como componentes no nutritivos (agua, celulosa, hemicelulosa, pectina, glucoalcaloides, ácidos orgánicos, enzimas, entre otros minoritarios). Luego de su cosecha, los tubérculos contienen 80 % de agua y 20 % de materia seca como promedio. De esta última, 60 % corresponde a almidón (^{FAO 2015}). Los ácidos orgánicos contribuyen con el pH característico del alimento, que oscila entre 5.6-6.2. Los más representativos son el málico, el cítrico y el clorogénico, que reacciona con iones de hierro. Este componente y las cantidades importantes de carbohidratos, mayoritariamente de almidón; además de un pequeño porcentaje de azúcares (sacarosa, fructosa, glucosa), hacen que durante su proceso fermentativo disminuya considerablemente el pH.

En las fermentaciones de residuos de cosecha, se mide el comportamiento del pH como un indicador de calidad. Si este tiene un valor muy bajo, limita el crecimiento bacteriano (^{Muck et al. 2018}), alterando la composición química del producto fermentado y la síntesis ruminal en el animal (^{Elías et al. 1990} y ^{Yang et al. 2015}). El pH también depende del cultivo iniciador, que son generalmente bacterias ácido lácticas (BAL). Con los avances en genética, biología molecular, fisiología y bioquímica, y con el descubrimiento de la secuencia completa del genoma de un gran número de bacterias ácido lácticas, aparecieron nuevos conocimientos y aplicaciones para dichas bacterias y una variedad de cultivos iniciadores y protectores, que poseen propiedades deseables (^{Bintsis 2018}).

En el proceso tecnológico para el desarrollo de productos destinados a la alimentación animal, las fermentaciones son fundamentales y se deben definir correctamente para lograr altos rendimientos productivos (^{Sosa et al. 2018}). Según ^{Borras (2017}), la fermentación de residuos poscosecha de S. tuberosum con un preparado microbiano con actividad ácido láctica, afecta el crecimiento microbiano, por el rápido descenso del pH y el alto porcentaje de humedad, por lo que se sugiere la inclusión del aditivo CaCO3 como neutralizador de ácidos. Las propiedades estabilizantes, espesantes y antiaglomerantes de este compuesto pueden ocasionar un cambio tecnológico y en el comportamiento de algunos indicadores fermentativos y químicos del producto final.

El objetivo de este artículo fue evaluar la inclusión del CaCO3 en la cinética de fermentación sólida de residuos poscosecha de S. tuberosum, inoculado con un preparado microbiano con actividad láctica.

Materiales y Métodos

El experimento de fermentación en estado sólido (FES) se realizó en las condiciones del trópico alto (2860 msnm), en el laboratorio de bioquímica y nutrición animal de la Universidad Pedagógica y Tecnológica de Colombia (UPTC), ubicado en la avenida Central del Norte, vía Tunja-Paipa, en el municipio de Tunja, departamento de Boyacá, Colombia. Esta región tiene una temperatura promedio de 15 °C y precipitación media anual de 553 mm.

Procedimiento experimental. Se elaboró un yogurt con las cepas activas de Lactobacillus delbrueckiis ssp bulgaricus y Streptococcus thermophilus (comercial liofilizado, Liofast Y452B, SACCO ®), que se empleó como inóculo (2 %, v/v y concentración de 0.99 x 108 UFC/mL) para la obtención del preparado microbiano, según la metodología de ^{Borras (2017)}. Este preparado (2 %) se mezcló a temperatura ambiente (15 ± 2 ºC) con urea (1 %), premezcla mineral (0.50 %), sulfato de sodio (0.50 %), carbonato de calcio y residuos poscosecha de la papa, previamente limpios y troceados. El porcentaje de inclusión del carbonato de calcio (CaC03) varió según los tratamientos experimentales (0; 0.25; 0.50 y 0.75 %).

En la tabla 1 se presenta la composición de las mezclas elaboradas en las condiciones citadas (0 h y 15 ºC). Estas se distribuyeron en bolsas plásticas, con capacidad de 1 kg. Cada bolsa se consideró una unidad experimental, con tres repeticiones por tratamiento. Se dividieron en dos grupos y se incubaron a 20 y 25 ºC respectivamente, en incubadoras individuales marca Memmert® durante 48 h. Se tomaron muestras a las 24 y 48 h de fermentación para determinar indicadores químicos y microbiológicos.

Tabla 1 Composición química y microbiológica de las mezclas con residuos de la papa, elaboradas a 15 ºC y sin fermentar (n=3) 

Indicador	Mezcla con inclusión de CaC03, %
	0	0.25	0.50	0.75
pH	6.31	7.11	7.12	7.21
Materia seca, %	21.70	21.49	21.22	20.96
Proteína bruta, %	15.26	15.01	15.32	15.65
Proteína verdadera, %	10.70	10.58	11.15	11.24
Ácido láctico, mmol/L	16.86	16.86	16.85	16.84
Ácido propiónico*, mmol/L	14.33	14.33	14.32	14.31
NH3, meq/mL	1.79	1.80	1.79	1.78
Aerobios mesófilos**, UFC/mL	2.1x10^5	2.5x10^5	2.0x10^5	1.1x10^5
Levaduras**, UFC/mL	2.5x10^4	1.1x10^4	1.1x10^4	1.9x10^4
Bacterias ácido lácticas**, UFC/mL	7.5x10^5	2.0x10^5	1.2x10^6	1.2x10^6

*Concentraciones despreciables de ácido acético, butírico, isovalérico e isobutírico

** Mezclas diluidas a razón 1/10 (p/v) en solución de NaCl (0.85%, p/v)

El contenido de las bolsas de cada tratamiento (tres repeticiones) se recolectó y homogenizó. Luego, se tomaron 5 g de muestra y se colocaron en Erlenmeyer de 100 mL. Posteriormente, se les adicionó 45 mL de agua destilada estéril. La preparación se agitó durante 30 min. en un agitador eléctrico marca Adams®. Más tarde, se obtuvo el filtrado para medir pH, concentración de ácidos orgánicos, amoniaco, y además realizar el análisis microbiológico.

Los sólidos se secaron en estufa a 60 ºC y se molieron en un molino de martillo, marca UDY®, con criba de 1 mm, para el análisis de cuantificación química. Para determinar la materia seca (MS) y proteína bruta (PB) se procedió según la ^{AOAC (2005)}, y para proteína verdadera (PV), se siguió a Berstein, citado por ^{Meir (1986)}.

El pH se midió en un potenciómetro automático marca Okaton® y el amoniaco (NH3) se determinó por la técnica de Berthelot (^{Martínez et al. 2003}). La cuantificación de ácidos de cadena corta (AGCC) se realizó por el método de ^{Dinkci et al. (2007)}, por medio de cromatografía líquida de alta eficiencia (HPLC). Para ello se utilizó la columna Gemini 5u C18 110A (PHENOMENEX), con detector de luz UV vis a 214nm, a temperatura ambiente (15°C), con fase móvil de (NH4)2, PO4 0.5% P/V y acetonitrilo 0.4%V/V. Se ajustó pH a 2.24 con H3PO4 (filtrada con membrana de 0.22 µm de poro, desgasificada por sonicación y burbujeo con hidrógeno) y se aplicó un flujo de 0.5 mL/min. Se cuantificó con el programa Claritychrom, versión 5.0.5.98.

La composición microbiológica de las muestras de fermentación se determinó en un laboratorio certificado de control microbiológico, ubicado en Boyacá, Colombia. Para esto se realizó una dilución 1/10 (p/v) y las concentraciones se expresaron en unidades formadoras de colonia por mililitro (UFC/mL). Las bacterias aerobias mesófilos se determinaron según AOAC (966.23.C: 2001). Para las esporas de Clostridium y sulfito reductor se aplicó ISO 15213:2003, y para hongos y levaduras ISO 7954:1987. La Salmonella en 25 g se determinó por AS 5013.10:2009 y las bacterias ácido lácticas por NTC 5034: 2002. Para el número más probable (NMP) de coliformes totales y fecales se procedió según ICMSF NMP: 2000.

Diseño experimental y análisis estadístico. Para los indicadores pH, materia seca, proteína bruta, proteína verdadera y conteo de microorganismos, se utilizó un diseño completamente aleatorizado en arreglo factorial 2x2x4, donde los factores fueron tiempo de fermentación (24 y 48 h), temperatura de incubación (20 y 25 ºC) y porcentaje de inclusión del carbonato de calcio (0; 0.25; 0.50 y 0.75 %). En la concentración de ácidos orgánicos y amoniaco se empleó el mismo diseño con arreglo (2x2x3), donde los factores tiempo de fermentación y temperatura de incubación se mantuvieron con los mismos niveles, mientras que el porcentaje de inclusión del carbonato de calcio no incluyó el de 0%. Para los conteos microbianos se utilizó la metodología propuesta por ^{Herrera et al. (2015)} y se verificaron los supuestos teóricos del análisis de varianza. Para la normalidad de los residuos se aplicó la dócima de ^{Shapiro-Wilk (1965)} y para la homogeneidad de varianza, ^{Levene (1960)}. Las variables incumplieron ambos supuestos, por lo que se empleó la transformación logX, que mejoró su cumplimiento, por lo que se empleó un análisis de varianza clásico. Para la comparación de medias se utilizó la dócima de ^{Duncan (1955)} para P ˂ 0.05. Los datos se procesaron en el paquete estadístico Infostat, versión 2012 (^{Di Rienzo et al. 2012}).

Resultados y Discusión

En las tablas 2, 3, 4 y 5 se muestran los resultados de las características químicas y microbiológicas de la fermentación sólida de residuos poscosecha de S. tuberosum, inoculado con un preparado microbiano. Para todos los indicadores, se detectó interacción entre los factores en estudio (P<0.0001).

En la tabla 2 se presenta el efecto del CaCO3 en el pH durante la fermentación sólida. Se pudo ver que los valores se incrementaron al aumentar el porcentaje de CaCO3 e incubar a 20 o 25 ºC. Sin embargo, al transcurrir la fermentación e incubar a 20 ºC se observó disminución del indicador; mientras que a 25 ºC y CaCO3 al 0.25 y 0.50 % hubo incrementos. Al parecer, la inclusión del carbonato de calcio tuvo incidencia positiva en el proceso fermentativo de los residuos de la papa, y evitó un descenso rápido que pudiera ser una limitación en el crecimiento y comportamiento de los microorganismos presentes, así como en la estabilidad del pH con su poder amortiguador.

Tabla 2 Efecto de la inclusión de carbonato de calcio en el pH durante la fermentación en estado sólido de residuos poscosecha de S. tuberosum, inoculado con un preparado microbiano con actividad ácido láctica 

Indicador	Tiempo, h	Temperatura, ºC	CaCO3, %				EE±p-valor
			0	0.25	0.50	0.75
pH	24	20	5.48^k	5.92^h	6.56^cd	6.66^b	0.01 p<0.0001
		25	4.93^m	5.44^l	6.22^g	6.59^c
	48	20	4.96^m	5.72^i	6.33^f	6.48^e
		25	4.67^n	6.53^d	6.85^a	5.67^j

^{a,b,c,d,e,f,g,h,i,j,l,m,n}Medias con letras distintas difieren a p<0,05 (^{Duncan 1955})

Se considera que el pH, temperatura, velocidad de agitación y oxígeno disuelto son los indicadores que más inciden en el crecimiento microbiano (^{Páez et al. 2013}) y las propiedades funcionales (^{Dong et al. 2014}). Los valores óptimos de estos factores varían con la especie y cepa microbiana y deben estar correctamente definidos para que se obtengan altos rendimientos en la fermentación. Una de las principales razones de la inhibición del crecimiento de microorganismos es el bajo pH del medio de cultivo. Por eso, cuando se controla este indicador con una base (carbonatos) o un ácido (ácidos orgánicos) se pueden obtener mayores rendimientos de biomasa (^{Miranda et. al. 2018}). Las cepas elegidas deben mantener, además, su viabilidad y actividad durante los procesos de fabricación, transporte y almacenamiento (^{Anadón et al. 2016}). En relación con la temperatura, la mayoría de las fermentaciones requieren entre 30 y 37 °C para lograr el crecimiento óptimo del microrganismo con actividad láctica. Sin embargo, la mezcla de BAL del preparado microbiano, como cultivo iniciador, osciló entre 20 y 25 ºC, según las condiciones experimentales de este estudio.

En el tratamiento donde no se incluyó CaCO3 (0 %) no se detectaron valores apreciables de AGCC y NH3 (datos no mostrados), por lo que fue necesario ajustar el diseño factorial a 2x2x3. Con respecto a la concentración de AGCC, se encontraron también valores despreciables, excepto para el tratamiento con 0.25 % de CaCO3, incubado a 25 ºC por 24 h, donde se obtuvo 11.29 mmol/L de ácido propiónico. Sin embargo, hubo incremento de la concentración del ácido láctico con ambas temperaturas de incubación y el transcurso de la fermentación. Este efecto indica un aumento de la eficiencia del proceso fermentativo y favorece la calidad y conservación del alimento final (^{Zielinska et al. 2017}). Los valores de NH3 fueron bajos en todos los tratamientos, quizás debido a esta producción de ácido láctico (tabla 3).

Los resultados indican que el uso de la mezcla microbiana, de mediana y rápida fermentación láctica, en los desechos poscosecha de la papa y el aditivo CaCO3 mantienen las condiciones favorables para la producción de ácidos orgánicos, fundamentalmente láctico. Según ^{Muck et al. (2018)}, Lactobacillus buchneri es la especie dominante utilizada en aditivos de ensilaje con BAL, heterofermentativos obligados. Convierte lentamente el ácido láctico en ácido acético y 1,2-propanodiol durante el almacenamiento en el silo, lo que mejora la estabilidad aeróbica, sin afectar la productividad animal. No obstante, estas investigaciones no son suficientes para determinar los efectos que pudiera tener en los animales.

Tabla 3 Efecto de la inclusión de CaC03 en la producción de ácidos orgánicos y NH3 en la fermentación de residuos poscosecha de S. tuberosum con preparado microbial de actividad acido láctica 

Indicador	Tiempo, h	Temperatura, ºC	CaCO3, %			EE±p-valor
			0.25	0.50	0.75
Ácido láctico, mmol/L	24	20	0.002^k	26.02^j	35.25^h	0.003 P<0.0001
		25	42.43^f	49.00^d	31.31^i
	48	20	39.36^g	52.33^c	56.86^a
		25	52.90^b	48.33^e	56.86^a
NH3 meq/L	24	20	3.74^k	3.76^k	4.96^e	0.02 P<0.0001
		25	4.53^g	4.80^f	6.55^a
	48	20	5.35^c	5.24^d	3.82^j
		25	4.37^h	6.14^b	4.17^i

^{a,b,c,d,e,f,g,h,i,j,k}Medias con letras distintas difieren a P<0.05 (^{Duncan 1955})

En la tabla 4 se muestran los resultados del análisis microbiológico realizado a la fermentación de los residuos de la papa, inoculada con el preparado microbiano. Al incluir carbonato de calcio en la mezcla, aumentó la concentración de bacterias aerobias con respecto al control (0 %). La mayor concentración se encontró con 0.25 % de carbonato e incubación a 20 ºC durante 48 h. No se observó un comportamiento definido con respecto a los factores tiempo, temperatura y porcentaje de CaCO3. Este resultado no parece estar relacionado con el efecto del aditivo ni con el ácido láctico producido, sino con la inhibición del crecimiento durante la fermentación y con la humedad del sistema. ^{Han et al. (2013)} comprobaron que la adición de CaCO3 en fermentaciones con bacterias incrementa el crecimiento de estas. Además, aumenta los niveles de proteínas transportadoras de azúcar y de proteínas involucradas en la síntesis, reparación, recombinación y replicación del ADN. ^{Tian et al. (2015)} obtuvieron resultados con la inclusión de CaCO3 en la fermentación del bagazo de caña de azúcar por Clostridium termocellum y en la degradación de este sustrato. Comprobaron, además, su efecto estimulador en la producción de biohidrógeno.

Las BAL, al igual que las bacterias mesófilas, incrementaron su concentración con respecto al control, y se obtuvo un máximo de 1,7x108 UFC/mL (8.24 log UFC/mL) con 0.50 % de CaCO3 en 48 h de fermentación a 25 ºC. Sin embargo, mantuvieron concentraciones de 107 UFC/mL a las dos temperaturas evaluadas, lo que indica que el inóculo añadido en el preparado microbiano con bacterias lácticas heterofermentativas produce ácido láctico en el período inicial de la fermentación con disminución del pH, independientemente de la temperatura y el porcentaje de inclusión del carbonato como aditivo. Esta condición provoca la supresión de enterobacterias, clostridios y otros microorganismos, y así se reducen las pérdidas de MS por proteólisis y fermentación. Según ^{Okubo et al. (2018)}, en el período de fermentación activa se espera que el pH baje más rápidamente, y a un valor inferior con respecto a un ensilaje no tratado ni inoculado, lo que mejora la preservación de la proteína durante este proceso.

En las mezclas fermentadas, las levaduras están en menor proporción en relación con las bacterias aerobias y lácticas. A las 24 h, disminuyeron las concentraciones de levaduras con la inclusión del carbonato, sin influencia de la temperatura. Sin embargo, a las 48 h se encontraron valores superiores de estas poblaciones. Estos resultados quizás estén asociados a los componentes físico-químicos de las fuentes utilizadas y a las condiciones de la fermentación. Al parecer, las levaduras necesitan mayor tiempo para establecerse y crecer en estos ambientes, así como en sinergia con las bacterias. Según ^{Miranda et al. (2018)}, los subproductos agroindustriales (melaza, suero de leche, leche soya, vinaza) son fuentes disponibles que se pueden emplear de forma eficiente para el crecimiento y desarrollo de microorganismos con actividad funcional de sus metabolitos. Sin embargo, se ha demostrado que la combinación de Lactobacillus plantarum y melaza provoca disminución de las levaduras en el ensilaje como en la fermentación ruminal (^{Zhao et al. 2019}). Estudios de ^{Marrero et al. (2015)} refieren que las levaduras, como microorganismos eficientes en el ambiente ruminal, toleran un rango de pH entre 3 y 10, pero prefieren un medio ligeramente ácido con la adición de miel C de caña de azúcar, como fuente rica en carbohidratos de fácil fermentación. Esto se corresponde con los valores obtenidos en esta investigación para poblaciones mixtas.

Tabla 4 Análisis microbiológico de los residuales poscosecha de Solanum tuberosum, fermentados en estado sólido a diferentes temperaturas y con la inclusión de CaC03 

Indicador, Log 10 UFC/mL (UFC/mL)	Tiempo (h)	Temp (0C)	Carbonato de calcio, %				EE± P-valor
			0	0.25	0.50	0.75
Aerobios mesófilos	24	20	5.34^j (2.1x10^5)	7.27^d (1.9x10^7)	7.90^b (8.0x1.0^7)	7.05^f (1.1x10^7)	0.02 P<0.0001
		25		7.11^e (1.2x10^7)	6.85^h (7.0x10^6)	7.79^c (6.2x10^7)
	48	20		8.07^a (1.1x10^8)	7.95^b (8.9x10^7)	7.05^f (8.8x10^7)
		25		6.77^i (5.9x10^6)	6.92^g (8.3x10^6)	7.95^b (1.2x10^7)
Levaduras	24	20	4.38^c (2.5x10^4)	3.66^d (4.6x10^3)	3.66^d (4.6x10^3)	2.99^e (9.8x10^2)	0.09 P<0.0001
		25		3.16^e (1.4x10^3)	2.69^f (4.9x10^2)	3.61^d (4.1x10^3)
	48	20		5.32^b (2.0x10^5)	5.64^a (4.3x10^5)	5.61^a (4.1x10^5)
		25		4.40^c (5.5x10^4)	5.65^a (5.6x10^5)	5.74^a (4.5x10^5)
Bacterias ácido lácticas	24	20	5.87^j (7.5x10^5)	7.90^c (8.0x10^7)	7.50^e (3.2x10^7)	7.04^g (1.0x10^7)	0.01 P<0.0001
		25		7.00^h (1.0x10^7)	7.99^b 0.97x10^7)	7.91^c (8.1x10^7)
	48	20		7.96^b (9.1x10^7)	7.58^d (3.8x10^7)	7.18^f (1.5x10^7)
		25		7.01^gh (1.0x10^7)	8.24^a (1.7x10^8)	6.98^i (9.5x10^6)

^{a, b, c, d, ….j}Medias con letras distintas indican diferencias a P<0.05, según ^{Duncan (1955)} *Data were transformed according to log10 (X) because they do not follow a normal distribution ( ) means of the colony forming units per milliliters (CFU/mL)

En la tabla 5 se presentan los resultados del efecto del CaC03, en el contenido de proteína y MS durante la fermentación en estado sólido de residuos poscosecha de S. tuberosum inoculado con un preparado microbiano con actividad láctica. Con la fermentación, el porcentaje de proteína bruta de las mezclas aumentó en todos los tratamientos. Los valores más altos se obtuvieron con la inclusión de 0.50% de CaCO3, lo que representa una diferencia marcada con los tenores de proteína a los 25°C, los que estuvieron porcentualmente por encima de la fermentación a los 20°C, a las 48 h. En este tiempo se encontraron comportamientos similares con una tendencia al incremento en la proteína bruta con la adición de 0.50 % de CaCO3 a los 25°C, pero más bajos que los esperados según los resultados del pH y la humedad del sistema. Sin embargo, la relación de PV/PBx100, que expresa la síntesis de proteína microbiana, fue la misma para las temperaturas de 20 oC y 25°C con 72.76 %. Por tanto, en condiciones de fermentación sólida rústica o de campo, es más recomendable utilizar temperaturas de 20oC.

Tabla 5 Efecto del carbonato de calcio CaC03 en el contenido de proteína y MS durante la fermentación en estado sólido de residuos poscosecha de S. tuberosum, inoculado con un preparado microbiano con actividad láctica 

Indicador, %	Tiempo, h	Temperatura, ºC	Inclusiones de carbonato de calcio, %				EE ±p-valor
			0	0.25	0.50	0.75
Proteína bruta	24	20	18.48^c	18.84^b	19.02^a	17.72^e	0.050 P<0.0001
		25	17.31^i	16.41^j	17.48^gh	17.35^hi
	48	20	17.54^fg	18.72^b	18.50^c	17.66^ef
		25	17.58efg	18.20^d	19.09^a	17.74^e
Proteína verdadera	24	20	12.94^d	13.28^c	13.83^a	12.72^e	0.050 P<0.0001
		25	12.12^h	11.57^i	12.72^e	12.45^f
	48	20	12.21^gh	13.20^c	13.46^b	12.68^e
		25	12.31^g	12.83^de	13.89^a	12.73^e
MS	24	20	17.49^o	17.24^p	18.49^m	20.72^l	0.010 P<0.0001
		25	23.51^g	21.00^j	22.49^i	22.73^h
	48	20	39.90^c	40.57^b	37.51^e	39.66^d
		25	20.85^k	35.18^f	40.90a	17.84n

^{a, b, c, d, e, f, g, h, i,…p}Medias con letras distintas difieren a P < 0.05 según ^{Duncan (1955)}

Con respecto a la MS, a la temperatura de 20 ºC se observaron incrementos en los distintos niveles de inclusión del carbonato de calcio durante la fermentación. Aunque el mayor valor fue de 40.57 % en 48 h, se considera muy húmedo para obtener un producto final con los indicadores de calidad para animales rumiantes (^{Borras 2017}). Sin embargo, a temperatura de 25°C, el comportamiento fue opuesto y se observó que no hubo tendencia definida en los valores de materia seca con los diferentes niveles de carbonato de calcio, encontrándose valores altos y bajos indistintamente. Este resultado se debe a la gran cantidad de agua que aún contienen los residuos de poscosecha de la papa, lo que dificulta su ensilado y preservación (^{FAO 2015}). Se provee así de un medio adecuado para el desarrollo de microorganismos, que alteran el material y que pueden ser patógenos para los animales. Sin embargo, en este estudio, la concentración de ácido láctico y el mantenimiento del pH bajo posibilitaron la eliminación de microorganismos indeseables.

El comportamiento de los indicadores químicos del alimento indicó que la papa al ser cortada inicia rápidamente un proceso de lixiviación, lo que lleva a humedecer sensiblemente el alimento y a alterar sus características organolépticas y conservación. La hidrólisis de la urea por bacterias presentes en la fermentación en su proceso metabólico de síntesis celular produce agua y amoníaco. Este se pudiera volatilizar en dependencia del pH final del proceso y, posiblemente, de la desaminación de péptidos y aminoácidos, en menor escala. Parte del agua producida durante la oxidación de las moléculas se pudiera evaporar por el calor metabólico generado durante el proceso de FES (^{Pandey et al. 2001} y ^{Mitchell et al. 2002}). Sin embargo, en los estudios citados estos procesos no influyeron significativamente en la materia seca final, por lo que la mezcla de fermentación mantiene valores todavía altos para que el proceso fermentativo sea efectivo.

La proteína verdadera mostró incremento de 4.98 unidades porcentuales con respecto al preparado microbiano (8.85%) como acelerador biológico en la fermentación, según refiere ^{Borras (2017)} para la temperatura de 200C durante 24 h de fermentación. Estos valores se mantienen con diferencias con respecto a los niveles de carbonato de calcio a las 48 h, por lo que este compuesto favoreció la síntesis microbiana de la concentración en UFC/mL inicial. ^{Siebald et al. (2002)} resaltan que, aproximadamente, 50 % de la proteína bruta corresponde a compuestos nitrogenados no proteicos. Uno de ellos es la solanidina, alcaloide que puede estar presente libre o combinado en forma de glicoalcaloides, denominados chaconina y solanina, ambos tóxicos para los animales. Estos compuestos se eliminan por la fermentación en estado sólido, pues en este estudio la mayoría de la proteína es de origen microbiano, y no proviene directamente del alimento.

Los resultados de los indicadores químicos y microbiológicos indicaron que se deben valorar otras materias primas con alta proporción de MS, de modo que permitan crear una mezcla para ensilar, con un porcentaje cercano al recomendado para alimento animal.

Se concluye que la inclusión de 0.50 % de CaCO3, a temperatura de 20 °C durante 24 h de fermentación de los residuales poscosecha de S. tuberosum con el preparado microbiano, mantiene las condiciones favorables para la producción de ácidos orgánicos y la estabilidad aeróbica de la fermentación. Se recomiendan otros materiales vegetales para aumentar el contenido de la MS del producto final.

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Recibido: 18 de Febrero de 2020; Aprobado: 10 de Septiembre de 2020

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