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Cuban Journal of Agricultural Science

Print version ISSN 0864-0408On-line version ISSN 2079-3480

Cuban J. Agric. Sci. vol.54 no.4 Mayabeque Oct.-Dec. 2020  Epub Dec 01, 2020

 

Ciencia Animal

Consumo voluntario y pH ruminal, como indicador de la fermentación en corderos alimentados con un probiótico láctico

D. Gutiérrez González1  * 
http://orcid.org/0000-0002-7386-5035

H. Borroto Torriente2 

1Instituto de Ciencia Animal, Apartado Postal 24, San José de las Lajas, Mayabeque, Cuba

2Universidad Agraria de la Habana

Resumen

Para evaluar el efecto de un probiótico láctico en el consumo voluntario y el comportamiento del pH ruminal en corderos, se evaluaron cuatro animales de la raza Pelibuey, distribuidos en un diseño cuadrado latino (4x4). Con peso vivo promedio de 20.75 ± 0.84 kg, se alojaron en jaulas individuales de metabolismo, durante cuatro períodos, de 15 días cada uno (10 de adaptación y 5 de muestreo), para un total de 60 días. Los tratamientos consistieron en la adición creciente (15, 25 y 35 g día-1) de un probiótico láctico al suplemento ofertado (5 g kg PV-1) en una sola ocasión durante el día (08:30 am), seguido del suministro del forraje a libre voluntad. Se comprobó que el consumo voluntario de materia seca, tanto absoluto (1.16 vs 1.14 kg, P= 0.0011) como relativo al peso metabólico (120.37 vs 118.40 g kg PV 0.75, P= 0.0008), benefició el tratamiento con 15 g d-1 de participación del probiótico en la dieta y el control, respectivamente. Los valores medios de pH ruminal fueron de 6.49 ± 0.18 y presentaron fluctuaciones entre las 6 y 20 h posteriores a la ingestión inicial del alimento. Se concluye que el nivel mínimo (15 g dia-1) del probiótico láctico en la dieta no afectó el consumo de nutrientes con respecto al control, aunque niveles superiores lo disminuyen. Este nivel mínimo mantuvo el pH ruminal, con variaciones durante la frecuencia de administración del alimento.

Palabras clave: bacterias lácticas; rumen; ovino Pelibuey

Para optimizar los sistemas de alimentación, en lo que respecta a la utilización de los pastos y forrajes tropicales de mediana y baja calidad, y ante la necesidad de aumentar el consumo voluntario, la productividad y el estado de salud de los animales, se utilizan en la actualidad aditivos microbianos, conformados mayormente por bacterias del género Bacillus (Musa et al. 2009).

Según la FAO (2016), la utilización de aditivos microbianos (probióticos y microorganismos activadores de la fermentación ruminal) en la producción animal, contribuye a mejorar el aprovechamiento de los alimentos e incrementar el rendimiento productivo. Galina et al. (2007) refieren que el aumento del consumo voluntario por los animales se debe al incremento en la disponibilidad de nutrientes y la estabilización del ambiente ruminal, como elementos básicos capaces de estimular la actividad de los microorganismos ruminales (Ortíz et al. 2002).

Se plantea que el pH del rumen constituye un indicador físico esencial en la digestión y la nutrición de los rumiantes (de Veth y Kolver 2001). Este indicador puede variar entre 5.2 y 7.2, en dependencia del tipo de dieta y el manejo alimentario (Owen y Goetsch 1989). Sin embargo, no existe consenso alguno entre los investigadores al asignar un valor único o rango de pH, en el que se optimice el funcionamiento ruminal (Calsamiglia et al. 2002).

Ante esta condicionante, el objetivo de este trabajo fue evaluar el efecto de un probiótico láctico en el consumo voluntario y en el comportamiento del pH ruminal en corderos.

Materiales y Métodos

Localización. El experimento se realizó en el Departamento de Rumiantes, perteneciente al Instituto de Ciencia Animal (ICA) de la República de Cuba. Esta instalación se halla ubicada a 22º 53' de latitud norte y a 82º 02' de longitud oeste, a 92 m s.n.m, en el municipio San José de las Lajas, provincia Mayabeque.

Preparación y uso del probiótico. Se trata de un fermento reproducido en Cuba, de la línea SORBIAL. Se elaboró a partir de cepas vivas de Lactobacillus (L.farciminis 3699, L. rhamnosus 3698), obtenidas del rumen de cabras, seleccionadas mediante test in vitro (aislamiento, purificación), asociado a productos metabólicos resultantes de la fermentación láctica, lo que le confiere al producto alto valor nutritivo y estabilidad microbiológica (tabla 1).

Tabla 1 Composición química y microbiológica del probiótico láctico 

%
H. soya (desgrasada) 85.00
Leche polvo 6.00
Azúcar refino 4.00
Agua 3.00
Urea 1.00
Cepa 1.00
100
Composición bromatológica
Humedad, % 12.00%
Proteína bruta (PB), % 30.00%
Extracto etéreo, % 1.50%
Ceniza, % 9.70%
Celulosa, % 4.00%
pH 3.80-4.20
Cepa
L. rhamnosus 3698 109ufc g-1
L. farciminis 3699 109ufc g -1

Tratamiento y diseño. Se utilizaron cuatro corderos enteros, de la raza Pelibuey, aparentemente sanos, con peso vivo inicial de 20.75 ± 0.84 kg (15.56 ±0.63 kg PV0.75) y doce meses de edad, alojados en jaulas individuales de metabolismo (60 x120 cm). Para el análisis se utilizó diseño cuadrado latino (4x4) con períodos de 15 días (10 de adaptación, 5 recolección de datos). La asignación de los tratamientos a los animales se realizó al azar, según el diseño estadístico empleado.

Los tratamientos experimentales evaluados consistieron en cuatro niveles crecientes del probiótico (0, 15, 25 y 35 g d-1) con el concentrado (5 g kg PV-1), los que se ofertaron en una sola ocasión (08:30 am), con acceso al agua y sales minerales a voluntad. La dieta basal estuvo compuesta por forrajes de gramíneas (Megathyrsus maximus, Cynodon nlemfuensis) a libre voluntad, de forma que permitiera un nivel de rechazo superior al 10% del total ofertado. El consumo de alimento se determinó por diferencia entre la cantidad de alimento ofrecido y rechazado. La composición química del forraje y el concentrado se muestran en la tabla 2.

Tabla. 2 Composición química de los alimentos ofrecidos en la dieta  

Aporte Valor
Forraje
MS, % 90.82
MO, % 91.61
PB,% 7.79
EM, Mcal kg MS-1 1.90
FDN, % 80.08
Concentrado
MS, % 92.30
MO, % 93.80
PB,% 16.00
EM, Mcal kg MS-1 2.20
FDN, % 40.60

Estimación de energía metabolizable (EM) para el forraje según Maff (1984) y Díaz et al. (1995)

MS- materia seca, MO- materia orgánica, EM- energía metabólica, FDN- fibra detergente neutra

Manejo sanitario. Antes de iniciar la etapa experimental, los animales se desparasitaron con ivermectina (0.2 mg kg PV-1).

Mediciones. En cada período, durante cinco días consecutivos, y mediante la diferencia entre el pesaje de alimento ofrecido y el rechazado, se registró el consumo voluntario de MS. Para determinar el por ciento de MS, las muestras de los diferentes alimentos se secaron en estufa de aire forzado, a 60 ºC durante 48 h hasta alcanzar el peso constante. Luego de secadas, se molieron (1mm) y conservaron para su análisis químico.

Mediante sonda esofágica y durante la dinámica de fermentación (0, 6, 12 y 20 h), posterior a la oferta del probiótico más el concentrado, se extrajo líquido ruminal para determinar el pH mediante un pHmetro portátil (Modelo pH-207 V). El resultado se registró según el tiempo de incubación del alimento, tratamiento, animal, período, día y hora.

A las muestras de los alimentos ofrecidos y rechazados, se le realizó análisis químico proximal según AOAC (2005) y fraccionamiento de la fibra, de acuerdo con la metodología de Goering y van Soest (1970). La totalidad de los análisis se realizaron en la Unidad Central de Laboratorios (UCELAB), perteneciente al Instituto de Ciencia Animal. Mientras que el valor nutritivo y la caracterización microbiológica del probiótico, se determinó en el Centro Nacional de Investigaciones de la Caña de Azúcar (CNICA).

Análisis estadístico. La totalidad de los datos de las variables absolutas: consumo de materia seca total (CMSt), consumo de proteína bruta (CPB), consumo de energía metabolizable (CEM) y consumo de fibra detergente neutro (CFDN) siguieron una distribución normal según prueba de Shapiro-Wilks (1972). A los resultados se realizó análisis de varianza (ANOVA), y en caso necesario se aplicó test de Duncan (1955) para determinar diferencias entre las medias. De igual modo, se realizaron análisis de regresiones lineales entre las diferentes variables (CMS: CPB, CMS: EM) y se plantearon criterios estadísticos de ajuste (R2, EE, EEP, CMEM, p). La totalidad de los datos se procesó mediante el paquete estadístico INFOSTAT (Di Rienzo et al. 2012).

Resultados y Discusión

En la tabla 3 se muestra que el consumo de MS, absoluto (kg d-1) como relativo al peso vivo (g kg PV 0.75), se afectó por el tratamiento, y donde el nivel mínimo (15 g d-1) de adición del probiótico en los grupos experimentales alcanzó el valor de consumo más elevado (1.16 kg d-1), aunque con similitud estadística con respecto al control.

Tabla. 3 Efecto del probiótico en el consumo voluntario 

Indicadores Nivel del probiótico, g d-1 ±EE p
0 15 25 35
CMS, kg d-1 1.14b 1.16b 0.92a 0.93a 0.05 0.0011
CMS, g kgPV0.75 118.40b 120.37b 94.73a 98.09a 5.25 0.0008
CMS, %PV 5.57b 5.60b 4.44a 4.60a 0.24 0.0007
CMO, g kgPV0.75 108.50c 110.05c 86.88a 89.91b 3.85 <0.0001
CPB, g d-1 93.84b 94.61b 74.32a 76.72a 3.89 0.0002
CPB, g kg PV-1 4.58b 4.62b 3.60a 3.72a 0.19 0.0002
CEM, Mcal d-1 9.24b 9.33b 7.41a 7.65a 0.09 0.0007
CFDN, % PV 4.27b 4.38b 3.41a 3.54a 0.20 0.0012
CFDN:NT, g d-1 59.88 61.04 60.02 60.30 0.95 0.8306
CPB Req.PB-1, % 117.10b 100.34a 86.43a 97.38a 5.21 0.0014
CEM Req. EM-1, % 155.37b 156.90b 124.62a 128.79a 6.67 0.0007

CMS: consumo de materia seca, CMO: consumo de materia orgánica, CP: consumo de proteína

bruta, CEM: consumo de energía metabolizable, CFDN: consumo de fibra detergente neutro, NT: nitrógeno total

Gutiérrez et al. (2020) observaron un incremento similar del CMS, en correspondencia con la participación del aditivo microbiano en la dieta, cuando utilizaron la cepa de L. pentosus LB-31, como aditivo en la alimentación de corderos de la raza Pelibuey. De igual modo, Gutiérrez (2012) informó resultados semejantes en cabras, cuando utilizó diferentes niveles del producto biológico microbiano VITAFERT (levaduras, Lactobacillus sp) en una dieta básicamente fibrosa, en la que el nivel de 6 mL kg PV-1 mejoró, además, el consumo voluntario. También Marrero (2005) encontró aumento de las bacterias viables totales y, en particular, las celulolíticas, lo que mejora la degradación de la ración y, por tanto, el CMS.

De esta forma, se puede considerar que la actividad estimuladora del probiótico debió estar asociada, desde el inicio, a la presencia de células vivas activas en el fluido ruminal, así como a la contribución de péptidos, aminoácidos y cadenas carbonadas procedentes del probiótico, que pudieron ser utilizadas por los microorganismos ruminales como fuente de energía para el crecimiento (Chen et al. 2007).

Es evidente que este estudio pudiera mostrar una gran variabilidad de respuestas del probiótico con respecto al CMS. Sin embargo, un análisis de inferencias estadísticas entre variables, demuestra que el CMS tuvo relación con la ingestión de proteína (Y CMS, kg = 0.20658 (±0.04) + 0.00987 (±0.05) XCPB g d-1, R2= 84.80%, ± EEE= 0.11,CMEM=4.88, p< 0.0001) como de energía (Y CMS, kg = -0.01553 (±0.02) + 0.12623 (±0.002) XCEM, MJ,, R2= 97.61%, ±EEE= 0.05, CMEM=5.62, p< 0.0001). Según los resultados de la ecuación, el efecto del consumo de energía metabolizable fue mayor con respecto al consumo de proteína.

La respuesta de la regresión indica el grado de necesidad de ambos nutrientes (proteína, energía) para garantizar el desarrollo basal y la actividad enzimática de los microorganismos ruminales y con ello, el aprovechamiento de la ración (Malafaia et al. 2003 y Salgado 2006). Estos efectos corroboran lo enunciado por Di Marcos (2006), cuando refieren que en los rumiantes el metabolismo proteico y energético se relaciona estrechamente, y la deficiencia de uno conlleva a afectaciones en el otro.

El consumo medio de materia seca por unidad de peso metabólico en el tratamiento control (107.91±32.78 g kg PV 0.75) y los experimentales (104.40±30.40 g kg PV 0.75) fue superior al valor máximo potencial informado por García-Trujillo y Cáceres (1984) para ovinos adultos, alimentados con pastos y forrajes (71 g kg PV 0.75). Asimismo, fue mayor al que registró Ruiz (2004) (80 g kg PV0.75), quien incluyó 65 % de Saccharina en sustitución de maíz o trigo.

De igual modo, superó lo alcanzado (78 g kgPV0.75) por Reyes-Sánchez et al. (2006) con dieta basal de forraje de P. máximum y 0.750 kg MS de forraje de moringa (Moringa oleifera). También este consumo registrado fue mejor al que lograron Gutiérrez et al. (2014) (70.25 gkgPV0.75) durante el engorde de corderos Pelibuey, alimentados con mezcla integral de caña de azúcar: Cenchrus purpureus vc. Cuba CT-169 y gallinaza (5 g kgPV-1). Igualmente, estuvo por encima de lo obtenido por Rodríguez (2018) (91.19 g kg PV 0.75), en trabajos donde incluyó 16 y 33.5% de moringa en dietas integrales para corderos de la raza Pelibuey, en condiciones similares a las de este estudio.

Los resultados derivados del presente estudio, con 15 g del probiótico en la dieta, son análogos (120 g kg PV 0.75) a lo obtenidos por Galina et al. (2008) en corderos alimentados con un probiótico elaborado a partir de bacterias lácticas (Lactobacillus sp) y ensilaje de maíz, como ración básica. Lo alcanzado debió estar determinado por el efecto fibrolítico funcional de las bacterias probióticas, producto del mejoramiento del ambiente ruminal, en cuanto a la producción de nutrientes (aminoácidos, péptidos, vitaminas) y factores de crecimiento, que estimularon el fomento de los microorganismos ruminales (Chaucheyras-Durand et al. 2008 y Gutiérrez 2012).

La variabilidad encontrada en el CMS se podría atribuir al CMO por unidad de peso metabólico (g kg PV0.75), donde una vez más el menor nivel (15g) del probiótico en la dieta, unido al tratamiento control, presentaron valores superiores y difirieron del resto (P < 0.0001). Al respecto, Ketelaars y Tolkamp (1992) plantearon que la disponibilidad de MO por unidad de peso metabólico se relaciona directamente con la digestibilidad de la MO, variable que no se determinó en este estudio, pero que pudo influir en los resultados del consumo.

El CPB en función del peso vivo (g kg PV-1) no dejó ver diferencias entre el tratamiento con 15 g del probiótico en la dieta y el control, y fue superior a los tratamientos restantes (P<0.0002). De igual manera, a pesar de las diferencias encontradas en el CMS y el CPB, los tratamientos con la inclusión del probiótico no cubrieron prácticamente los requerimientos de proteína. Este efecto debió estar determinado por la compensación entre ambas variables, como resultado del aumento de la digestibilidad de la ración y el incremento en la eficiencia de conversión con la inclusión del probiótico (Ferreyra et al. 2019). Por el contrario, el CEM fue superior a la demanda.

En correspondencia con lo anterior, Fraga et al. (2014) refieren que los probióticos incrementan la síntesis de proteína microbiana y la producción de energía, factores que influyen favorablemente en el ambiente ruminal. Ushakova et al. (2015) plantearon que estos aditivos microbianos aprovechan las fracciones nitrogenadas disponibles.

La Manna et al. (2011) y Tieri et al. (2010) afirman que desde la etapa de mantenimiento el nivel de proteína en la dieta es necesario para garantizar el desarrollo del animal, más si se tiene en cuenta que el catabolismo proteico es parte esencial del metabolismo energético, especialmente cuando la concentración energética de la dieta es baja. Se sabe además, que en las estructuras de los aminoácidos los carbohidratos presentes aportan el carbono (Ørskov 1997).

El consumo de FDN relativo al peso vivo (%PV), como indicador utilizado para expresar el consumo y calidad de la dieta (Freitas et al. 2000), resultó diferente (p=0.0012), con valores superiores en los tratamientos con 15 g del probiótico en la dieta y el control. Estas cifras superaron el rango (0.80-1.20 % PV) planteado por van Soest (1994) para la especie ovina. El consumo de FDN representó 83.19 ± 7.63 % (rango 69.86-93.43 %) del total de la MO ingerida, donde 16.81 ± 7.63 % fueron constituyentes celulares solubles. Esto demuestra la importancia de considerar la concentración de los solubles celulares en dietas fibrosas, como fuente de energía disponible durante el proceso de digestión (Barahona y Sánchez 2005)

La alta relación que se produjo entre el consumo de FDN:NT en todos los tratamientos consolida que el CMS estuvo determinado, sobre todo, por la ingestión de forraje y la capacidad de degradación de la fibra por los microorganismos celulolíticos (Hillal et al. 2011).

La tabla 4 muestra que los valores de pH ruminal no difirieron durante el tiempo de fermentación ruminal, y alcanzaron el valor medio de 6.49±0.18, con marcada fluctuación entre las 6 y 20 horas posteriores a la ingestión inicial del alimento, la que debió estar asociada a variaciones en el consumo durante el día. Lo anterior hace suponer que la concentración de sustrato en el rumen, como el crecimiento activo de la microbiota ruminal y la fermentabilidad, variaron durante el día. Según observaron Cajarville et al. (2006), el tiempo de acceso al alimento tiene una influencia importante en los valores y en la dinámica de pH ruminal. De esta manera se corrobora que el consumo de alimento eleva el valor del pH ruminal (Khalid et al. 2011 and Rodríguez et al. 2014)

Tabla.4 Efectos del consumo del probiótico y tiempo de fermentación en el pH ruminal 

Tiempo, h Nivel del probiótico, g d-1 ±EE p
0 15 25 35
0 6.32 6.22 6.21 6.22 0.31 0.6256
6 6.41 6.45 6.50 653 0.11 0.8989
12 6.62 6.49 6.44 6.59 0.14 0.8068
20 6.65 6.65 6.78 6.74 0.06 0.3872

p < 0.05 (Duncan. 1955); ± Error estándar

En el presente estudio, el rango de pH encontrado (6.21-6.78) se halla en el que señalaron Krause y Oestzel (2006) (5.5 -7.0) como valores que no afectan el crecimiento de los microorganismos celulolìticos y hemicelulolíticos, su actividad enzimática y con ello, el incremento de los productos del metabolismo (Marrero 2005 y Gutiérrez 2012). Aunque según López et al. (2017), cuando utilizaron probióticos en la dieta, el ambiente ruminal tendió a reducir las trazas de oxígeno, la presencia de lactato y la utilización de ácido láctico, manteniendo el pH ligeramente ácido (6.5). Esto promueve el crecimiento de microorganismo celulolíticos y mejora la degradabilidad de los carbohidratos estructurales, como se ha referido anteriormente.

Otros autores refieren que el consumo de probióticos mantiene la estabilidad del pH ruminal, como resultado del incremento bacteriano y de la producción de ácido graso volátil, así como la menor permanecía del alimento en rumen y el incremento de la eficiencia en la utilización y consumo de los alimentos (Ortiz-Rubio et al. 2009 y Solaiman and Owen 2010). A lo anterior se suma que las raciones básicamente fibrosas, como la utilizada en este estudio, pudieron aumentar la rumia, la masticación, la segregación de saliva y la capacidad tampón (carbonatos y fosfatos).

En el tratamiento control, desde la primera etapa de incubación (6h), los valores de pH indican baja disponibilidad de cadenas carbonadas simples para ser utilizadas por las bacterias celulolíticas, elemento que debió influir en la capacidad fermentativa de los carbohidratos estructurales durante el resto de las etapas fermentativas. Al respecto, el NRC (2000) señala que, en dietas básicas de forraje, como la utilizada en este tratamiento, la proteína disponible se degrada rápidamente, mientras que la energía (componentes de la FDN) lo hace de manera más lenta. Estos factores repercuten en la digestión, los valores del pH y la permanencia del alimento en el rumen.

Hillal et al. (2011) plantearon que las variaciones del pH ruminal están determinadas por la frecuencia de administración del alimento, fermentabilidad de la ración y adición de sustancias tampón durante el tiempo de fermentación. Estos efectos debieron ocurrir en este estudio, así como la posible interacción con las bacterias que utilizan el ácido láctico.

Conclusiones

El nivel mínimo (15 g d-1) del probiótico láctico en la dieta no afectó el consumo de nutrientes con respecto al control, aunque niveles superiores lo disminuyen, y mantienen el pH ruminal con variaciones durante la frecuencia de administración del alimento.

References

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Recibido: 08 de Septiembre de 2020; Aprobado: 23 de Noviembre de 2020

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