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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Inhibición colonial in vitro de un aislado de Colletotrichum acutatum Simmonds a tratamientos con fungicidas]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[ABSTRACT The aim of the research was to evaluate the in vitro sensitivity of Colletotrichum acutatum antracnosis to seven fungicides. It began with an isolate preserved in the ceparium of the Phytopathology Laboratory of the High School Studies of Xalostoc, Morelos. A completely randomized design was used to evaluate the fungicides benomyl, diphenoconazole, azoxystrobin, trifloxystrobin, copper oxychloride, fluoxastrobin and captan, at high, medium and low doses, for a total of 22 treatments with six repetitions. Sterile distilled water was applied to the control. The treatments were applied at a rate of 5 mL per plate, which contained PDA medium and a mycelial disc (Ø 5 mm). The inoculated plates were incubated at 24 °C, in 12 hour photoperiod. The colony diameter was measured every 24 hours and the percent inhibition was calculated. A bifactorial variance analysis was performed, according to Fungicide and Dose; and the differences between treatments were detected by the LSD test with 95 % confidence. The diameter of the colony and the percentage of inhibition did not show differences for dose levels, without significant effects for the interaction of both factors, fungicides, and dose. However, all doses of the different fungicides inhibited colony growth compared to the control. The benomyl, difenoconazol and captan fungicides were able to totally reduce the growth of the C. acutatum colony; followed by copper oxychloride, azoxystrobin, fluoxastrobin and trifloxystrobin in decreasing order. Only benomyl, difenoconazol, captan and copper oxychloride achieved more than 50 % inhibition]]></p></abstract>
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<kwd lng="es"><![CDATA[antracnosis]]></kwd>
<kwd lng="es"><![CDATA[control químico]]></kwd>
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</front><body><![CDATA[ <p><b>ART&Iacute;CULO DE INVESTIGACI&Oacute;N</b></p> <br />     <p class="t4"><b>Inhibici&oacute;n colonial</b><i><b> in vitro</b></i><b> de un aislado de</b><i><b> Colletotrichum acutatum</b></i><b> Simmonds a tratamientos con fungicidas</b></p> <br />     <p class="t3"><i><b>In vitro</b></i><b> colonial </b><b>inhibition of an isolate from </b><i><b>Colletotrichum acutatum </b></i><b>Simmonds to fungicide treatments</b></p>     <p><br /></p>    <p><br /></p>    <p><br /></p>    <p><b>Dagoberto Guill&eacute;n S&aacute;nchez<sup>1</sup>, Celeste Isamar Cadenas V&aacute;squez<sup>1</sup>, Ir&aacute;n Alia Tejacal<sup>2</sup>, V&iacute;ctor L&oacute;pez Mart&iacute;nez<sup>2</sup>, Mar&iacute;a Andrade Rodr&iacute;guez<sup>2</sup> y Porfirio Ju&aacute;rez L&oacute;pez<sup>2</sup></b></p>     <p><sup>1</sup>Universidad Aut&oacute;noma del Estado de Morelos, Escuela de Estudios Superiores de Xalostoc. Av. Nicol&aacute;s Bravo s/n, Parque Industrial Cuautla, Xalostoc, Ciudad Ayala, Morelos, M&eacute;xico, CP 62740</p>     <p><sup>2</sup>Universidad Aut&oacute;noma del Estado de Morelos, Facultad de Ciencias Agropecuarias. Av. Universidad 1001, Colonia Chamilpa, Cuernavaca, Morelos, M&eacute;xico, CP 62209</p>     <p><b>E&#45;mails:</b>  <a href="mailto:dagoguillensanchez@outlook.es">dagoguillensanchez@outlook.es</a>; <a href="mailto:ceicava@hotmail.com">ceicava@hotmail.com</a>; <a href="mailto:iran.alia@uaem.mx">iran.alia@uaem.mx</a>; <a href="mailto:victor.lopez@uaem.mx">victor.lopez@uaem.mx</a>; <a href="mailto:porfirio.juarez@uaem.mx">porfirio.juarez@uaem.mx</a></p>    ]]></body>
<body><![CDATA[<p><br /></p>    <p><br /></p><hr>    <p><b>RESUMEN</b></p>     <p>En la investigaci&oacute;n se evalu&oacute; la sensibilidad <i>in vitro</i> de <i>Colletotrichum acutatum</i> Simmonds a siete fungicidas. Se parti&oacute; de un aislado conservado en el cepario del Laboratorio de Fitopatolog&iacute;a de la Escuela de Estudios Superiores de Xalostoc, Morelos. Se emple&oacute; un dise&ntilde;o completamente aleatorizado, donde se evaluaron los fungicidas benomilo, difenoconazol, azoxystrobin, trifloxystrobin, oxicloruro de cobre, fluoxastrobin y captan, a dosis alta, media y baja, para un total de 22 tratamientos con seis repeticiones. En el control se aplic&oacute; agua destilada est&eacute;ril. Los tratamientos se aplicaron a raz&oacute;n de 5 mL por placa, las cuales conten&iacute;an medio PDA y un disco de micelio (&Oslash; 5 mm). Las placas inoculadas se incubaron a 24 &ordm;C, a fotoperiodos de 12 horas. Cada 24 horas se midi&oacute; el di&aacute;metro de la colonia y fue calculado el porcentaje de inhibici&oacute;n. Se realiz&oacute; un an&aacute;lisis de varianza bifactorial de los datos, seg&uacute;n fungicida y dosis; adem&aacute;s, se detectaron las diferencias por la prueba LSD con 95 % de confiabilidad. El di&aacute;metro de la colonia y el porcentaje de inhibici&oacute;n no mostraron diferencias para los niveles del factor dosis, sin efectos significativos para la interacci&oacute;n de ambos factores. Todas las dosis de los distintos fungicidas inhibieron el crecimiento de la colonia. Los fungicidas benomilo, difenoconazol y captan lograron reducir totalmente el crecimiento de la colonia de <i>C. acutatum,</i> seguidos en orden decreciente por oxicloruro de cobre, azoxystrobin, fluoxastrobin y trifloxystrobin. Solo benomil, difenoconazol, captan y oxicloruro de cobre lograron m&aacute;s del 50 % de inhibici&oacute;n.</p>     <p><b>Palabras clave</b>: antracnosis, control qu&iacute;mico, naranja</p> <hr>    <p><b>ABSTRACT</b></p>     <p>The aim of the research was to evaluate the <i>in vitro</i> sensitivity of <i>Colletotrichum acutatum</i> antracnosis to seven fungicides. It began with an isolate preserved in the ceparium of the Phytopathology Laboratory of the High School Studies of Xalostoc, Morelos. A completely randomized design was used to evaluate the fungicides benomyl, diphenoconazole, azoxystrobin, trifloxystrobin, copper oxychloride, fluoxastrobin and captan, <span id="result_box" lang="en">at high, medium and low doses, for a total of 22 treatments with six repetitions</span>. Sterile distilled water was applied to the control. The treatments were applied at a rate of 5 mL per plate, which contained PDA medium and a mycelial disc (&Oslash; 5 mm). The inoculated plates were incubated at 24 °C, <span id="result_box2" lang="en">in 12 hour photoperiod.</span> The colony diameter was measured every 24 hours and the percent inhibition was calculated. A bifactorial variance analysis was performed, according to Fungicide and Dose; and the differences between treatments were detected by the LSD test with 95 % confidence. The diameter of the colony and the percentage of inhibition did not show differences for dose levels, without significant effects for the interaction of both factors, fungicides, and dose. However, all doses of the different fungicides inhibited colony growth compared to the control. The benomyl, difenoconazol and captan fungicides were able to totally reduce the growth of the <i>C. acutatum</i> colony; followed by copper oxychloride, azoxystrobin, fluoxastrobin and trifloxystrobin in decreasing order. Only benomyl, difenoconazol, captan and copper oxychloride achieved more than 50 % inhibition.</p>     <p><b>Keywords:</b> anthracnose, chemical control, orange</p> <hr>    <p><br /></p>    <p><br /></p>    ]]></body>
<body><![CDATA[<p><br /></p>    <p class="t3"><b>INTRODUCCI&Oacute;N</b></p>     <p>La antracnosis y ca&iacute;da prematura de los frutos del naranjo son causadas por <i>Colletotrichum acutatum</i> Simmonds (Barquero <i>et al</i>., 2013). En el sur de M&eacute;xico, Veracruz, los da&ntilde;os ocasionados por la antracnosis en la naranja dulce 'Valencia' han alcanzado niveles de importancia econ&oacute;mica (Orozco y Gonz&aacute;lez, 1986).</p>     <p>Las hojas y botones florales infectados son la principal fuente de conidios, in&oacute;culos que son dispersados por la lluvia hasta otros botones florales y frutas inmaduras (Wharton y Di&eacute;guez 2004, Barquero <i>et al</i>., 2013). Los s&iacute;ntomas se manifiestan como lesiones pardas&#45;naranja que evolucionan a pardas&#45;rojizas en las flores; o manchas necr&oacute;ticas en estigmas, ca&iacute;da de frutos peque&ntilde;os, c&aacute;liz persistente y manchas necr&oacute;ticas con deformaciones (Peres <i>et al</i>., 2005, Barquero <i>et al</i>., 2013).</p>     <p>El control qu&iacute;mico de esta plaga en c&iacute;tricos es econ&oacute;micamente m&aacute;s factible, debido a la efectividad y disponibilidad, lo que asegura ganancias frente al alto costo de las maquinarias, labores, transportaci&oacute;n y almacenamiento (Wharton y Di&eacute;guez 2004). Los fungicidas m&aacute;s utilizados frente a <i>C. acutatum</i> son fosetil&#45;AL, captan, benomilo, ziram, fenbuconazol, miclobutanil, metil tiofanato, azoxistrobina, piraclostrobina (Adasakaveg y F&ouml;rster, 2000; Schilder <i>et al</i>., 2001). No obstante, las limitaciones por fitotoxicidad, residualidad y fungo&#45;resistencia, reducen las posibilidades del uso de fungicidas sint&eacute;ticos; recomend&aacute;ndose aplicar en condiciones propicias y programas de rotaci&oacute;n con fungicidas de distintos modos de acci&oacute;n (Wharton y Dieguez 2004, Adasakaveg y F&ouml;rster, 2000).</p>     <p>Los fungicidas azoxistrobin, benomilo, carbendazim, difenoconazol, oxicloruro de cobre y procloraz han mostrado actividades variables en el control de <i>C. acutatum</i> <i>in vitro</i> (Arias <i>et al</i>., 2006; Gaviria <i>et al</i>., 2013).</p>     <p>El objetivo del ensayo fue determinar la inhibici&oacute;n del crecimiento colonial <i>in vitro</i> de un aislado de <i>C. acutatum</i> a tratamientos con fungicidas.</p>     <p><br /></p>    <p><br /></p>    <p class="t3"><b>MATERIALES Y M&Eacute;TODOS</b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>El estudio se realiz&oacute; en mayo de 2014, en el laboratorio de Fitopatolog&iacute;a de la Escuela de Estudios Superiores de Xalostoc, perteneciente a la Universidad Aut&oacute;noma del Estado de Morelos. Se inici&oacute; a partir del aislado DGS1 de <i>C. acutatum</i>, conservado en el cepario perteneciente al Laboratorio, obtenido de <i>Citrus sinensis</i> (L.) Osbeck var. Valencia, en Tlayecac, Morelos, M&eacute;xico.</p>     <p>Las placas se esterilizaron por calor seco a 170 &ordm;C durante 2 horas, mientras que el medio de cultivo se esteriliz&oacute; durante 15 min a 121 &ordm;C y 1,2 atm de presi&oacute;n. Una vez est&eacute;ril, se distribuy&oacute; el medio bajo campana de flujo laminar.</p>     <p>El ensayo se realiz&oacute; empleando un dise&ntilde;o completamente aleatorizado, donde se evaluaron siete fungicidas (benomilo, difenoconazol, azoxystrobin, trifloxystrobin, oxicloruro de cobre, fluoxastrobin, captan) y tres dosis (alta, media y baja), la dosis media (X) corresponde a la recomendada por la formuladora, la dosis alta 2X y la baja 1/2X, para un total de 22 tratamientos con seis repeticiones. Se incluy&oacute; un control tratado con agua est&eacute;ril (<a href="../img/revistas/cag/v44n4/t0102417.GIF">Tabla 1</a>).</p>     <p>La unidad experimental se conform&oacute; con una placa de Petri (&Oslash; 90 mm), donde se extendieron 30 mL de medio PDA envenenado con 5 mL de fungicida seg&uacute;n la metodolog&iacute;a descrita por Marcano <i>et al</i>. (2005). En el centro de cada placa se coloc&oacute; un disco de micelio (&Oslash; 5 mm), con siete d&iacute;as de crecimiento y fueron incubadas a 24 °C y fotoper&iacute;odo 12:12 h (luz: oscuridad).</p>     <p>Se evalu&oacute; el di&aacute;metro m&aacute;ximo de crecimiento de la colonia, midi&eacute;ndose con una escala milim&eacute;trica cada 24 h y se calcul&oacute; el porcentaje de inhibici&oacute;n seg&uacute;n <a href="#ec1">la f&oacute;rmula</a> utilizada por Alzate <i>et al.</i> (2009):</p>     <p style="text-align:center"><a name="ec1"><img src="../img/revistas/cag/v44n4/ec0102417.GIF" ></a></p>     <p>donde,</p> <ul>       <li>I= % de inhibici&oacute;n</li>       <li>T= di&aacute;metro de la colonia en control (cm)</li>       <li>t= di&aacute;metro de la colonia en el tratamiento (cm)</li>     ]]></body>
<body><![CDATA[</ul>     <p>Los datos se procesaron en el programa SPSS 16.0 y se realiz&oacute; un an&aacute;lisis de varianza. Previamente se comprob&oacute; la normalidad (Prueba de Shapiro Wilk W.) y homocedasticidad (Prueba de Levene) de los datos. Cumplidos los supuestos param&eacute;tricos, se determin&oacute; la diferencia entre los tratamientos para cada variable por la prueba LSD de Fisher con 95 % de confiabilidad.</p>     <p><br /></p>    <p><br /></p>    <p class="t3"><b>RESULTADOS Y DISCUSI&Oacute;N</b></p>     <p>En el tratamiento con trifloxystrobin el di&aacute;metro de la colonia de <i>C. acutatum</i> creci&oacute; 2,7 cm, con diferencias significativas respecto a todos los tratamientos. Los fungicidas azoxystrobin y fluoxastrobin redujeron el di&aacute;metro de la colonia a 2,43 cm y 2,41 cm, respectivamente. Aunque estos no difirieron entre s&iacute;, ambos se diferenciaron significativamente de los tratamientos con oxicloruro de cobre, benomilo, difenoconazol y captan. La mayor inhibici&oacute;n se encontr&oacute; con benomilo, difenoconazol y captan, los cuales no difirieron entre ellos, pero si con el resto de los tratamientos.</p>     <p>Aunque no hubo un efecto entre las dosis de los fungicidas sobre el crecimiento de la colonia de <i>C. acutatum</i>, todas las dosis de estos mostraron diferencias estad&iacute;sticas con el control, donde no se aplic&oacute; ning&uacute;n fungicida (<a href="../img/revistas/cag/v44n4/t0202417.GIF">Tabla 2</a>).</p>     <p>La inhibici&oacute;n lograda con las tres dosis de benomilo, difenoconazol y captan desde el comienzo del ensayo <i>in vitro</i>, sugiere una r&aacute;pida acci&oacute;n fungicida tras la aplicaci&oacute;n del producto, cuesti&oacute;n que est&aacute; sugerida para el benomilo, como posible medio que impide la fungoresistencia de forma particular en <i>C. acutatum</i> respecto a <i>C. gloeosporioides</i>, donde el benomilo act&uacute;a impidiendo la infecci&oacute;n y desarrollo (Timmer y Peres, 2015).</p>     <p>La reducci&oacute;n del crecimiento radial de las colonias de <i>C. acutatum</i> encontrada con difenoconazol y oxicloruro de cobre, confirm&oacute; la efectividad de estos fungicidas informada por Gaviria <i>et al</i>. (2013), quienes reportaron una reducci&oacute;n total del crecimiento  <i>in vitro</i> de este hongo<i>,</i> al enfrentarlo a medios envenenados con dichos fungicidas. De manera similar, con azoxystrobin se inhibieron en menor medida el crecimiento micelial, sin embargo, estos mismos autores encontraron con este fungicida, mayor efecto inhibitorio sobre la biomasa de micelio del hongo.</p>     <p>Por otra parte, contrasta el bajo crecimiento de las colonias de <i>C. acutatum</i> con oxicloruro de cobre, comparado con azoxystrobin, trifloxystrobin y fluoxastrobin. Este resultado debe tenerse en cuenta al tratarse de un fungicida no incluido en la lista de productos para el control de antracnosis en M&eacute;xico (Orozco <i>et al</i>., 2006); pues siendo un fungicida de contacto, tiene un mecanismo de acci&oacute;n multisitio, con bajo riesgo de resistencia comparado con los Bencimidazoles, Estrobilurinas y Triazoles recomendados, que poseen mecanismos de acci&oacute;n unisitios y alta probabilidad de desarrollar resistencia (Kumar <i>et al</i>., 2007; Alaniz <i>et al</i>., 2012).</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>Los fungicidas benomilo, difenoconazol y captan no se diferenciaron estad&iacute;sticamente entre s&iacute; y alcanzaron el 100 % de inhibici&oacute;n del crecimiento <i>in vitro</i> de <i>C. acutatum</i>. En orden descendente del porcentaje de inhibici&oacute;n, les sigui&oacute; oxicloruro de cobre (62 %), luego azoxystrobin (48,9 %) y fluoxastrobin (49,3 %), que no difirieron entre s&iacute;. Por &uacute;ltimo, trifloxystrobin fue el fungicida con menor inhibici&oacute;n sobre el crecimiento radial de <i>C. acutatum</i> respecto al control (<a href="../img/revistas/cag/v44n4/f0102417.GIF">Figura</a>).</p>     <p>Los fungicidas con mayor porcentaje de inhibici&oacute;n fueron: benomilo, captan y difenoconazol. Es especialmente interesante el resultado de benomilo porque se ha informado con bajos niveles de control sobre <i>C. acutatum</i>, a diferencia de la alta sensibilidad de <i>C. gloeosporiodes</i> (Peres <i>et al</i>., 2004). No obstante, benomilo y captafol han sido limitados en la pr&aacute;ctica agr&iacute;cola por su alta toxicidad, recomend&aacute;ndose carbendazim, del grupo Benzimidasol, con similares efectos (De Goes <i>et al</i>., 2008).</p>     <p>Los fungicidas de menor potencial inhibitorio sobre <i>C. acutatum</i> fueron fluoxastrobin, trifloxystrobin y azoxystrobin (Grupo: Estrobilurinas), con porcentajes de inhibici&oacute;n por debajo de 50 %. Aunque demostraron ser menos efectivos aplicados solos, resultados <i></i>recientes indican que son mejores cuando se emplean mezclados con tebuconazol (Silva&#45;Junior <i>et al</i>., 2014).</p>     <p>El porcentaje de inhibici&oacute;n del oxicloruro de cobre fue  62 %, lo cual coincide con actividades no tan altas encontradas por Kososki <i>et al</i>.<i></i> (2001) al probar otros fungicidas a base de cobre, como el sulfato de cobre. A pesar de que estos autores informan baja efectividad biol&oacute;gica sobre <i>C. acutatum</i> <i>in vitro</i>, en condiciones de campo el fungicida c&uacute;prico disminuy&oacute; significativamente la ca&iacute;da de las flores.</p>     <p>Adem&aacute;s, los efectos fitot&oacute;xicos de los fungicidas del grupo de los Bencimidazoles, como el benomilo, generan fungoresistencia en <i>C. acutatum</i> (Peres <i>et al</i>., 2005), cuesti&oacute;n no comprobada en este trabajo que necesita ser profundizado en futuras investigaciones.</p>     <p><br /></p>    <p><br /></p>    <p class="t3"><b>CONCLUSIONES</b></p> <ol>     <li>       <p>El crecimiento <i>in vitro</i> de <i>C. acutatum</i> fue totalmente inhibido por los fungicidas benomilo, captan y difenoconazol (100 %), seguido por oxicloruro de cobre (62 %).</p></li>     ]]></body>
<body><![CDATA[<li>    <p>El grupo de los fungicidas pertenecientes a las Estrobilurinas fueron pocos eficientes para inhibir este pat&oacute;geno, con inhibiciones por debajo del 50 %.</p></li>     </ol> <br /><br />    <p class="t3"><b>BIBLIOGRAF&Iacute;A</b></p>     <p>ADASAKAVEG, J. E. y F&Ouml;RSTER, H. 2000. Occurrence and management of anthracnose epidemics caused by <i>Colletotrichum</i> species on tree fruit crops in California. En: D. Prusky, S. Freeman, and M. B. Dickman. <i>Colletotrichum</i>: Host Specificity, Pathology, and Host&#45;Pathogen Interactions. Eds. <i>American Phytopathological Society</i>, St. Paul, MN, p. 317&#45;336.</p>     <p>ALANIZ, S., HERN&Aacute;NDEZ, L., DAMASCO, D., MONDINO, P. 2012. La podredumbre amarga del manzano: identificaci&oacute;n de especies, avances en estrategias de manejo. En: Roel A., Pestillo M.G., Betancur A., Zerbino P., Mangado J., Gorriti P. Serie Actividades de Difusi&oacute;n N&ordm; 687. Programa de Investigaci&oacute;n en Producci&oacute;n Frut&iacute;cola (Eds.), Las Brujas, Uruguay, p. 45&#45;50.</p>     <p>ALZATE, D.A., MIER, G.I., AFANADOR, L., DURANGO, D.L., GARC&Iacute;A, C.P. 2009. Evaluaci&oacute;n de la fitotoxicidad y la actividad antif&uacute;ngica contra <i>Colletotrichum acutatum</i> de los aceites esenciales de tomillo (<i>Thymus vulgaris</i>), limoncillo (<i>Cymbopogon citratus</i>) y sus componentes mayoritarios. VITAE, <i>Revista de la Facultad de Qu&iacute;mica Farmac&eacute;utica</i>, 16 (1): 116&#45;125.</p>     <p>ARIAS, R.B., Y&Aacute;&Ntilde;EZ, V., CARRIZALES, L., S&Aacute;NCHEZ, M.C. 2006. Hongos asociados a la ca&iacute;da prematura de frutos en lima persa (<i>Citrus latifolia</i> Tan.) y evaluaci&oacute;n de su control qu&iacute;mico. <i>Bioagro</i>, 18 (1): 31&#45;39.</p>     <p>BARQUERO, Q.M., PERES, N.A. y ARAUZ, L.F<i>.</i> 2013. Presencia de <i>Colletotrichum acutatum </i>y <i>Colletotrichum</i> <i>gloeosporioides</i> en helecho hoja de cuero, lim&oacute;n criollo, papaya, carambola y mango en Costa Rica y Florida (Estados Unidos). <i>Agronom&iacute;a Costarricense,</i> 37 (1): 23&#45;38.</p>     <p>DE GOES, A., GARRIDO, R.B.O., REIS, R.F., BALDASSARI, R.B., SOARES, M.A. 2008. Evaluation of fungicide applications to sweet orange at different flowering stages for control of postbloom fruit drop caused by <i>Colletotrichum acutatum</i>. <i>Crop Protection</i>, 27: 71&#45;76.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>GAVIRIA, V., PATI&Ntilde;O, L.F., SALDARRIAGA, A. 2013. Evaluaci&oacute;n <i>in vitro</i> de fungicidas comerciales para el control de <i>Colletotrichum</i> spp., en mora de castilla. <i>Corpoica Ciencia y Tecnolog&iacute;a Agropecuaria</i>, 14 (1): 67&#45;75.</p>     <p>KOSOSKI, R.M., FURLANETTO, C., TOMITA, C.K., CAF&Eacute;&#45;FILHO, A.C. 2001. Efeito de fungicidas em <i>Colletotrichum</i> <i>acutatum</i> e controle da antracnose do morangueiro. <i>Fitopatologia Brasileira</i>, 26 (3): 662&#45;666.</p>     <p>KUMAR, A., REDDY, N., REDDY, K., DEVI, M. 2007. Evaluation of fungicidal resistance among <i>Colletotrichum gloeosporioides</i> isolates causing mango anthracnose in Agri export zone of Andhra Pradesh, India. <i>Plant Pathology Bulletin</i>, 16 (3): 157&#45;160.</p>     <p>MARCANO, A., VARGAS, N., PIRE, A. 2005. Efecto de extractos vegetales y fungicidas sint&eacute;ticos sobre el crecimiento micelial <i>in vitro</i> de <i>Sclerotium rolfsii</i> y <i>Thielaviopsis badifenoconazolla</i>. <i>Revista de la Facultad de Agronom&iacute;a</i>, 22 (4).</p>     <p>OROZCO, M. y GONZ&Aacute;LEZ, R. 1986. Ca&iacute;da de fruto peque&ntilde;o y su control en naranja 'Valencia' en Veracruz. <i>Agricultura T&eacute;cnica en M&eacute;xico</i>, 12 (2): 259&#45;269.</p>     <!-- ref --><p>OROZCO, M., MEDINA, V. M., ROBLES, M., OROZCO, J., P&Eacute;REZ, O., VEL&Aacute;ZQUEZ, J.J., TIMMER, L.W. Y GUZM&Aacute;N&#45;GONZ&Aacute;LEZ, S. 2006. Biolog&iacute;a y manejo integrado de antracnosis del lim&oacute;n mexicano en el tr&oacute;pico seco de M&eacute;xico. SAGARPA, INIFAP, CIRPAC. Campo Experimental Tecom&aacute;n, Folleto T&eacute;cnico N&uacute;m. 2.    </p>     <p>PERES, N.A.R., SOUZA, N.L., PEEVER, T.L., TIMMER, L.W. 2004. Benomyl sensitivity of isolates of <i>Colletotrichum acutatum</i> and <i>C. gloeosporioides</i> from citrus. <i>Plant Disease</i>, 88 (2): 125&#45;130.</p>     <p>PERES, N.A., TIMMER, L.W., ADASKAVEG, J.E., CORELL, J. C. 2005. Life styles of <i>Colletotrichum acutatum</i>. <i>Plant Disease,</i> 89 (8): 784&#45;796.</p>     <!-- ref --><p>SCHILDER, A., GILLET, J., SYSAK, R. 2001. Evaluation of Fungicides for Control of Anthracnose Fruit rot of blueberries fungicide and infanticide test 2001: SMF5. Disponible en: http://www.scisoc.org/online/FNtests/2001top.htm. Consultado el 01 de junio de 2010.    </p>     <p>SILVA&#45;JUNIOR, G.J., SP&Oacute;SITO, M.B., MARIN, D.R., Amorim, L. 2014. Efficacy and timing of application of fungicides for control of citrus postbloom fruit drop. <i>Crop Protection</i>, 59: 51&#45;56.</p>     <p>TIMMER, L.W., PERES, N.A. 2015. Where have all the flowers gone Postbloom fruit drop of citrus in the Americas. <i>Journal of Citrus Pathology</i>, 2 (1): 1&#45;6.</p>     <p>WHARTON, P.S. y DI&Eacute;GUEZ, U.J. 2004. The biology of <i>Colletotrichum acutatum</i>. <i>Anales del Jard&iacute;n Bot&aacute;nico de Madrid</i>, 61(1):3&#45;22.</p>     <p>&nbsp;</p>     <p>Recibido: 28/03/2017</p>     <p>Aceptado: 13/06/2017</p>      ]]></body><back>
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