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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Efecto del tratamiento a las semillas con quitosana en el crecimiento de plántulas de arroz (Oryza sativa L.) cultivar INCA LP-5 en medio salino]]></article-title>
<article-title xml:lang="en"><![CDATA[Effect of seed treatment with chitosan on the growth of rice (Oryza sativa L.) seedlings cv. INCA LP-5 in saline medium]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[The chitosan is widely used in agriculture for having a strong fungistatic effect, also it has other properties such as extending the post harvest life of fruits and vegetables and stimulating the plant growth, among others. However, the use of this biopolymer for inducing salinity tolerance has been few studied, so the objective of this work was to check if chitosan-treated seeds are able to reverse the effects caused by salinity in the rice seedling growth and some biochemical indicators associated to this response. To do this, rice (Oryza sativa L.) seeds variety INCA LP-5 were treated for 24 hours with different concentrations of chitosan (0, 100 and 500 mg L-1). The germinated seeds were transferred to pots containing diluted Hoagland nutritive solution supplemented or not with NaCl 100 mmol L-1 and they were placed in a growth chamber with controlled conditions. The growth and biochemical indicators were evaluated eleven days after stress treatment. Seeds treated with chitosan 100 mg L-1 stimulated shoot length and dry matter in saline medium grown seedlings and lowered malondialdehyde and increased proline levels. Both chitosan concentrations enhanced the activities of catalase and peroxidase enzymes, although a higher effect was obtained with chitosan 500 mg L-1]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[ <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"> <strong><font size="4">Efecto    del tratamiento a las semillas con quitosana en el crecimiento de plántulas    de arroz (Oryza sativa L.) cultivar INCA LP-5 en medio salino</font></strong></font></p>     <p>&nbsp;</p>     <p><strong><font size="3" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif">Effect    of seed treatment with chitosan on the growth of rice (Oryza sativa L.) seedlings    cv. INCA LP-5 in saline medium</font></strong></p>     <p>&nbsp;</p>     <p>&nbsp;</p>     <p><strong><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif">Lisbel    Martínez González, Yanelis Reyes Guerrero, Dr.C. Alejandro Falcón Rodríguez,    Dra.C. Miriam Núñez Vázquez</font></strong></p>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif">Instituto Nacional    de Ciencias Agrícolas (INCA), gaveta postal 1, San José de las Lajas, Mayabeque,    Cuba. CP 32700.</font></p>     <p>&nbsp;</p>     <p>&nbsp;</p> <hr>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"><strong>RESUMEN</strong></font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"> La quitosana es    usada ampliamente en la agricultura por su efecto fungistático, además alarga    la vida postcosecha de frutos y vegetales y estimula el crecimiento de las plantas.    Sin embargo, ha sido poco estudiado el uso de este biopolímero en la inducción    de tolerancia a la salinidad, por lo que el objetivo de este trabajo fue comprobar    si el tratamiento a las semillas con quitosana revertía los efectos inhibitorios    del estrés salino en el crecimiento de plántulas de arroz, así como en algunos    indicadores bioquímicos asociados a esta respuesta. Para ello se trataron semillas    de arroz (Oryza sativa L.) variedad INCA LP-5, durante 24 horas, con diferentes    concentraciones de quitosana (0, 100 y 500 mg L<sup>-1</sup>). Las semillas    germinadas se transfirieron a potes, a los que se les adicionó solución nutritiva    Hoagland diluida, suplementada o no con NaCl 100 mmol L<sup>-1</sup> y se colocaron    en un cuarto de crecimiento con condiciones controladas. Las evaluaciones de    crecimiento y los indicadores bioquímicos se realizaron a los once días después    de establecido el estrés. El tratamiento a las semillas con la concentración    de 100 mgL<sup>-1</sup> de quitosana estimuló la longitud y la masa seca de    la parte aérea de las plántulas crecidas en medio salino, así como disminuyó    los niveles de malondialdehído e incrementó los de prolina. En cuanto a la actividad    enzimática ambas concentraciones de quitosana estimularon las enzimas catalasas    y peroxidasas, siendo el efecto más notable con la concentración de 500 mg L<sup>-1</sup>.</font></p>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"><strong>Palabras    clave:</strong> arroz, crecimiento, quitosana, estrés salino.</font></p> <hr>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"><strong>ABSTRACT</strong></font></p>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"> The chitosan is    widely used in agriculture for having a strong fungistatic effect, also it has    other properties such as extending the post harvest life of fruits and vegetables    and stimulating the plant growth, among others. However, the use of this biopolymer    for inducing salinity tolerance has been few studied, so the objective of this    work was to check if chitosan-treated seeds are able to reverse the effects    caused by salinity in the rice seedling growth and some biochemical indicators    associated to this response. To do this, rice (Oryza sativa L.) seeds variety    INCA LP-5 were treated for 24 hours with different concentrations of chitosan    (0, 100 and 500 mg L<sup>-1</sup>). The germinated seeds were transferred to    pots containing diluted Hoagland nutritive solution supplemented or not with    NaCl 100 mmol L<sup>-1</sup> and they were placed in a growth chamber with controlled    conditions. The growth and biochemical indicators were evaluated eleven days    after stress treatment. Seeds treated with chitosan 100 mg L<sup>-1</sup> stimulated    shoot length and dry matter in saline medium grown seedlings and lowered malondialdehyde    and increased proline levels. Both chitosan concentrations enhanced the activities    of catalase and peroxidase enzymes, although a higher effect was obtained with    chitosan 500 mg L<sup>-1</sup>.</font></p>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"><strong>Key words:</strong>    rice, growth, chitosan, salt stress.</font></p> <hr>     <p>&nbsp;</p>     <p>&nbsp;</p>     <p><font size="3" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"><strong>INTRODUCCI&Oacute;N</strong></font></p>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"> La quitosana,    es un compuesto inocuo y biodegradable, que se obtiene, fundamentalmente del    exoesqueleto de cangrejo, camarón y langosta (1, 2). Es usada por sus potencialidades    en diferentes campos que incluyen la biotecnología, la agricultura, la industria    alimenticia, y la farmacéutica (3, 4, 5).     <br>       ]]></body>
<body><![CDATA[<br>   La quitosana, ha sido ampliamente usada en la agricultura principalmente por    poseer actividad antifúngica y antimicrobiana (6, 7). Es capaz de estimular    la producción de enzimas relacionadas con respuestas defensivas en las plantas    como quitinasas, glucanasas y fenilalanina amonio liasas (PAL) (8). Se ha comprobado,    además, que estos compuestos, en dependencia de su concentración y grado de    acetilación, son capaces de activar la enzima PAL y otros componentes de la    resistencia inducida en plantas (9).     <br>       <br>   La salinidad es un estrés abiótico que causa baja productividad en la mayoría    de los cultivos en todo el mundo (10). Este estrés provoca una disminución de    la germinación y una emergencia no uniforme de las plántulas, por lo que disminuye    la densidad de población, aspecto que repercute en el establecimiento de los    cultivos. Por otra parte, se conoce que la salinidad inhibe el crecimiento de    las plantas ocasionado, en una primera fase, por la reducción en la absorción    de agua por las raíces, a lo que se le denomina fase de estrés osmótico o de    déficit hídrico (11).    <br>       <br>   Existe poca información acerca de la utilización de la quitosana para mitigar    los efectos adversos que ocasiona la salinidad en el crecimiento de las plantas    y no se tiene conocimiento de antecedentes en el cultivo del arroz. Por este    motivo, el objetivo de este trabajo fue evaluar si el tratamiento a las semillas    con quitosana era capaz de revertir los efectos adversos causados por la salinidad    en el crecimiento de plántulas de arroz de la variedad INCA LP-5, así como la    evaluación de algunos indicadores bioquímicos relacionados con esta respuesta.</font></p>     <p>&nbsp;</p>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"> <strong><font size="3">MATERIALES    Y MÉTODOS</font></strong></font></p>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"> Semillas de arroz    (Oryza sativa L.) de la variedad INCA LP-5 se trataron, durante 24 horas, con    diferentes concentraciones (0, 100 y 500 mg L<sup>-1</sup>) de un polímero de    quitosana, que posee las siguientes características: masa molecular 93,3 kDa    y 31,69 % de grado de acetilación.     <br>       <br>   Posteriormente, las semillas tratadas se colocaron en placas Petri con agua    destilada para su germinación en la oscuridad a 25±2 oC. A las 48 horas, las    semillas germinadas se transfirieron a potes, a los cuales se les adicionaron    50 mL de solución nutritiva Hoagland diluida (1:2), suplementada o no con NaCl    100 mmol L<sup>-1</sup>. Se utilizaron 20 semillas por pote y seis potes por    tratamiento, es decir, 120 plántulas. Los potes se colocaron en un cuarto de    crecimiento con fotoperíodo de 12 horas y una temperatura de 24±0,2 <sup>o</sup>C.     ]]></body>
<body><![CDATA[<br>       <br>   Once días después, se midieron las longitudes de las raíces y de la parte aérea    de 25 plantas por tratamiento y se conformaron cinco muestras de cinco plantas    cada una, para evaluar la masa seca de la parte aérea y de las raíces. En este    mismo momento se realizaron algunas determinaciones bioquímicas. Para ello,    se tomaron 0,25 g de tejido fresco de cada tratamiento y se maceraron en nitrógeno    líquido, adicionándole 2,5 mL de tampón fosfato 100 mmol L<sup>-1</sup>, pH    7 y centrifugándose posteriormente a 10000 rpm por 20 minutos a 4 ºC. Con el    sobrenadante obtenido se estimó la peroxidación lipídica mediante la cuantificación    del malondialdehído (MDA) (12), la actividad de las enzimas peroxidasas totales    (13) y catalasas (14) y las proteínas solubles totales por el método de MicroLowry    (15).    <br>       <br>   Además, para la determinación del aminoácido prolina se tomaron 0,25 g de tejido    fresco de cada tratamiento y se maceraron en nitrógeno líquido, adicionándole    10 mL de agua a 100 ºC. El contenido de prolina se cuantificó por el método    de Bates (16), utilizando L-prolina (Sigma) como patrón.     <br>       <br>   El experimento se repitió en dos ocasiones con comportamientos similares. Se    muestran los resultados de una de las repeticiones. Los datos obtenidos se procesaron    estadísticamente utilizando un Análisis de Varianza de Clasificación simple    y las medias se compararon mediante el test de Rangos Múltiples de Tukey a p&lt;0,05.    </font></p>     <p>&nbsp;</p>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"> <strong><font size="3">RESULTADOS    Y DISCUSIÓN</font></strong></font></p>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"> En la <a href="/img/revistas/ctr/v36n1/f0120115.gif">Figura    1</a> se presentan los resultados del comportamiento de las variables del crecimiento    de las plántulas de arroz cultivar INCA LP-5, crecidas tanto en solución nutritiva    sola y en solución nutritiva suplementada con NaCl. Como se puede observar,    la presencia de NaCl 100 mmol L<sup>-1</sup> disminuyó significativamente la    longitud y la masa seca de la parte aérea; sin embargo, no tuvo efecto en las    raíces. La quitosana a la concentración de 100 mg L<sup>-1</sup> logró una estimulación    significativa en la longitud y la masa seca de la parte aérea de aquellas plántulas    cuyas semillas fueron tratadas con el polímero (<a href="/img/revistas/ctr/v36n1/f0120115.gif">Figura    1A y C</a>).    
<br>       ]]></body>
<body><![CDATA[<br>   En cuanto a la masa seca de las raíces, el tratamiento con quitosana 100 mg    L<sup>-1</sup> disminuyó esta variable en las plántulas estresadas (<a href="/img/revistas/ctr/v36n1/f0120115.gif">Figura    1D</a>).    
<br>       <br>   Es interesante destacar que el tratamiento a las semillas con quitosana no tuvo    efecto en el crecimiento de las plántulas crecidas en solución nutritiva. Este    resultado pudiera deberse a las concentraciones utilizadas, ya que se ha observado    que las concentraciones que estimulan el crecimiento son menores.    <br>       <br>   La quitosana, además, de tener efectos contra hongos patógenos, en general,    también tiene efectos promotores en el crecimiento, aunque estos se encuentran    menos estudiados. Algunos autores plantean el incremento del rendimiento de    los cultivos cuando se tratan las semillas con quitosana.     <br>       <br>   El rendimiento de fresa y arroz aumentó un 20-30 % después de la aspersión foliar    y del tratamiento a las semillas con quitosana, respectivamente (17, 18).    <br>       <br>   Al analizar el efecto de los tratamientos con quitosana a las semillas se observó    un efecto positivo de este polímero en el crecimiento de las plántulas de arroz    variedad INCA LP-5 en medio salino. Se destacó, el tratamiento de 100 mg L<sup>-1</sup>    que revirtió total y parcialmente el impacto negativo de la sal en la masa seca    y longitud de la parte aérea, respectivamente (<a href="/img/revistas/ctr/v36n1/f0120115.gif">Figura    1</a>).     
<br>       ]]></body>
<body><![CDATA[<br>   Estudios anteriores encontraron un comportamiento similar en plantas de Isabgol    (Plantago ovata Forsk) donde la quitosana (0,2 %) estimuló la longitud del tallo    y las raíces y la masa seca de estas últimas en condiciones de estrés salino    (19). Con la aplicación de quitosana a plántulas de soya bajo estrés salino    se observaron, también, incrementos en la masa seca de las mismas (20).    <br>       <br>   Igualmente el tratamiento a las semillas de cártamo (Carthamus tinctorius L.)    con quitosana incrementó el crecimiento de las plántulas en condiciones de déficit    hídrico (20). Algo similar informaron Zeng y Luo, quienes encontraron que el    recubrimiento de las semillas con quitosana incrementó la velocidad de germinación    y el crecimiento de plantas de trigo en condiciones de sequía (21).    <br>       <br>   Otros autores han informado que al tratar semillas de maíz con quitosana 0,50    % se mejora la velocidad de germinación y se incrementa la longitud y la masa    seca de la raíz y el tallo de las plántulas sometidas a estrés de temperaturas    bajas (22).    <br>       <br>   El malondialdehído (MDA) es uno de los productos finales de baja masa molecular    de la descomposición de los hidroperóxidos lipídicos. Este compuesto es el más    utilizado como medida de la peroxidación lipídica en la membrana celular.     <br>       <br>   Como se puede observar en la <a href="/img/revistas/ctr/v36n1/f0220115.gif">Figura    2A</a>, las plántulas crecidas en solucion nutritiva con NaCl mostraron mayores    niveles de MDA. Este aumento de la concentración de MDA ante diferentes tipos    de estrés está ampliamente descrito en la literatura (23, 25) y es una consecuencia    directa de la acción de las especies reactivas de oxígeno (EAO).</font></p>     
<p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif">El tratamiento    a las semillas con ambas concentraciones de quitosana disminuyó los niveles    de MDA en las plántulas estresadas. Resultados similares han sido informados    por otros autores en plantas de girasol (26). También, se ha observado la disminucion    del contenido de MDA en plantulas de tomate asperjadas foliarmente con quitosana    150 mg L<sup>-1</sup> y sometidas a estrés salino (27). Además el pretratamiento    con oligoquitosana 0,0625 %, también disminuyó los niveles de MDA en plantas    de trigo crecidas en condiciones de salinidad (28).    ]]></body>
<body><![CDATA[<br>       <br>   Igualmente, concentraciones de quitosana (hasta 0,5 %) disminuyeron los niveles    de MDA en plántulas de cártamo sometidas a estrés osmótico (20). En condiciones    de bajas temperaturas el tratamiento con quitosana también disminuyó el contenido    de MDA en plantas de maíz (22).    <br>       <br>   Las plantas superiores pueden acumular L-prolina (Pro) en respuesta a diversos    estrés medioambientales. En este experimento el estrés salino aumentó la concentración    de este aminoácido en las plántulas de arroz con respecto al control. El tratamiento    con quitosana a la concentración de 100 mg L<sup>-1</sup> aumentó aún más estos    niveles. Nótese, que esta misma concentración disminuyó significativamente este    indicador en las plántulas no estresadas.    <br>       <br>   Aunque el papel exacto de la prolina en el estrés salino es controversial, puesto    que no siempre los aumentos de este aminoácido han correlacionado con mayor    tolerancia al estrés (29), en los últimos años se ha demostrado que la aplicación    exógena de prolina proporciona una acción protectora contra el daño oxidativo    inducido por el estrés salino (30, 32).     <br>       <br>   Además, se ha demostrado que la acumulación de prolina estabiliza las membranas    y los componentes subcelulares, incluyendo el complejo II de la cadena de transporte    electrónico mitocondrial. Existen estudios que proponen a la prolina como aceptor    final de los radicales libres (33) y estabilizador del potencial redox por reaprovisionamiento    de la provisión de NADP+ (34).     <br>       <br>   Los resultados de este trabajo mostraron que el tratamiento con quitosana aumentó    los niveles de prolina en condiciones salinas; sin embargo, solamente la concentración    de 100 mg L<sup>-1</sup> incrementó significativamente este indicador con relación    al tratamiento control. Un incremento de la prolina ha sido encontrado en plantas    de tomate y trigo sometidas a estrés salino (27, 28); mientras que en plantas    de girasol el tratamiento a las semillas con quitosana produjo un efecto contrario    (26).    ]]></body>
<body><![CDATA[<br>       <br>   La concentración de proteínas totales disminuyó con el estrés salino y el tratamiento    con quitosana agudizó este comportamiento (<a href="/img/revistas/ctr/v36n1/f0320115.gif">Figura    3A</a>). Contrario a este resultado se encontró que el tratamiento con bajas    concentraciones de quitosana a plántulas de cártamo sometidas a estrés hídrico    aumentó la concentración de proteínas solubles (20).    
<br>       <br>   Es interesante notar cómo el tratamiento con el polímero a la concentración    de 500 mg L<sup>-1</sup> en las plántulas no estresadas disminuyó también el    contenido de proteínas. Resultados similares se encontraron en plántulas de    cártamo provenientes de semillas tratadas con quitosana (20).    <br>       <br>   Entre las principales enzimas que remueven oxidantes tóxicos se encuentran las    peroxidasas y las catalasas.    <br>       <br>   En la <a href="/img/revistas/ctr/v36n1/f0320115.gif">Figura 3 (B y C)</a>    se puede observar que el estrés salino, en el caso del tratamiento control,    disminuyó la actividad de las enzimas peroxidasas (POX) y no tuvo influencia    en las catalasas (CAT).     
<br>       <br>   El tratamiento con quitosana aumentó la actividad de ambas enzimas en las plántulas    estresadas y este efecto fue dependiente de la concentración. Es interesante    señalar que en las plántulas no estresadas la concentración de 100 mg L<sup>-1</sup>    disminuyó ambas actividades enzimáticas; sin embargo, la concentración de 500    mg L<sup>-1</sup> aumentó significativamente la actividad de estas enzimas.    Esto pudiera deberse a que una concentración mayor, pondría a la célula en estado    de alerta, potenciando las defensas.    ]]></body>
<body><![CDATA[<br>       <br>   Existen numerosos estudios sobre los efectos del estrés salino en las enzimas    antioxidantes de las plantas, pero estos, en ocasiones, son contradictorios.    <br>       <br>   En cuanto a las peroxidasas, el estrés salino aumenta la actividad de esta enzima    en plantas de arroz (23, 35, 36). La actividad de las peroxidasas de callos    de papa se incrementó bajo estrés salino, pero a altas concentraciones (NaCl    150 mmol L<sup>-1</sup>) esta actividad disminuyó (37). Igualmente, en algodón,    se ha informado que las POX se incrementan en los cultivos tolerantes a la sal    y se reduce o permanece constante en los sensibles a dicho estrés (38, 40).    <br>       <br>   Sin embargo, en trigo, la salinidad disminuyó la enzima POX, además de aumentar    los niveles de MDA y la producción del radical superóxido (41), similar a lo    obtenido en este trabajo.     <br>       <br>   En el caso de la enzima catalasa ocurre algo similar, pues algunos autores han    encontrado estimulación de la actividad de esta enzima a través de la activación    de los genes Cat2 y Cat3 (42). Sin embargo, otros autores encontraron disminución    en la CAT en hojas de arroz por tratamiento con NaCl (43, 44). Por otra parte,    también se ha observado que esta enzima no varía ante estrés salino en plántulas    de arroz (45).    <br>       <br>   En cuanto a la estimulación de la actividad enzimática de la CAT por el tratamiento    con quitosana se han obtenido resultados similares en plántulas de tomate asperjadas    con quitosana y sometidas a estrés salino (27). También en plántulas de trigo    tratadas con oligoquitosanas y sometidas a estrés se encontraron aumentos de    las actividades enzimáticas de las POX, CAT y superóxidos dismutasas (SOD) (28).    ]]></body>
<body><![CDATA[<br>       <br>   Sin embargo, en condiciones normales se ha encontrado estimulación de la actividad    POX y CAT en plántulas de girasol después del tratamiento con quitosana, pero    en condiciones salinas estas mismas concentraciones causaron disminución de    ambas actividades enzimáticas (26).    <br>       <br>   Además, se ha encontrado que el tratamiento con quitosana estimula la actividad    enzimática antioxidante en plantas sometidas a otros tipos de estrés como temperaturas    bajas en plantas de maíz (22) y estrés hídrico en plantas de trigo (21).    <br>       <br>   Recientemente, la quitosana ha recibido una especial atención por su capacidad    como antioxidante, la cual depende de la masa molecular y del grado de acetilación    (46). Varios estudios han confirmado que la quitosana puede tener potencial    como atrapadora de radicales libres (46, 47).    <br>       <br>   Este compuesto puede atrapar el radical hidroxilo y el superóxido y ha sido    informado que tiene propiedades protectoras del ADN (48). El mecanismo por el    cual actúa la quitosana pudiera atribuirse a su estructura con un gran número    de grupos hidroxilo y aminos disponibles para reaccionar con las especies activas    de oxigeno EAO (49).    <br>       <br>   De forma general, el tratamiento con quitosana produjo la activación de las    enzimas antioxidantes POX y CAT en plántulas crecidas en medio salino, con lo    que disminuyó la peroxidación lipídica en la membrana. Por otra parte, aunque    la quitosana también incrementó los niveles de prolina en las plántulas crecidas    en medio salino, solamente la concentración de 100 mg L<sup>-1</sup> indujo    un incremento que se diferenció estadísticamente del resto de los tratamientos,    coincidiendo con la concentración que revirtió la inhibición que la salinidad    produjo en el crecimiento de la parte aérea de las plántulas, lo que sugiere    la importancia de este metabolito en estas condiciones, ya que es conocido que    la prolina puede actuar como antioxidante y como soluto osmóticamente activo.    ]]></body>
<body><![CDATA[<br>       <br>   Teniendo en cuenta, que estos son los primeros resultados que se obtienen del    efecto de la quitosana en el crecimiento de plántulas de arroz en medio salino    y muy particularmente, en la variedad INCA LP-5, se sugiere continuar profundizando    en estos estudios, sobre todo, si se considera la importancia que tiene esta    variedad en la producción cubana de arroz y el incremento cada vez mayor que    existe de áreas afectadas por la salinidad.</font></p>     <p>&nbsp;</p>     <p>&nbsp;</p>     <p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"><strong><font size="3">BIBLIOGRAFÍA</font></strong></font></p>     <!-- ref --><p><font size="2" face="Verdana, Arial, Helvetica, sans-serif"> 1. Ramírez, M.    A.; Cabrera, G.; Gutiérrez, A. y Rodríguez, T. Metodología de obtención de quitosana    a partir de quitina de langosta. Cultivos Tropicales, 2000, vol. 21, no. 1,    pp. 81-84. ISSN 1819-4087.    <br>       <!-- ref --><br>   2. El Hadrami, A.; Adam, L. R.; El Hadrami, I. y Daayf , F. Chitosan in Plant    Protection. Marine Drugs, 2010, vol. 8, pp. 968-987. ISSN 1660-3397.    <br>       <!-- ref --><br>   3. Lárez, C. Algunas potencialidades de la quitina y el quitosano para usos    relacionados con la agricultura en Latinoamérica. Revista UDO Agrícola, 2008,    vol. 8, no. 1, pp. 1- 22. ISSN 1317-9152.    <br>       <!-- ref --><br>   4. Xia, W.; Liu, P.; Zhang, J. y Chen, J. Biological activities of chitosan    and chitooligosaccharides. Food Hydrocolloids, 2011, vol. 25, no. 2, pp. 170--179.    ISSN 0268-005X.    <br>       <!-- ref --><br>   5. Dutta, J.; Tripathi, S. y Dutta, P. K., Progress in antimicrobial activities    of chitin, chitosan and its oligosaccharides: a systematic study needs for food    applications. Food Science and Technology International, 2012, vol.18, no. 1,    pp. 3-34. ISSN 1532-1738.    <br>       <!-- ref --><br>   6. Falcón, A.; Cabrera, J. C.; Costales, D.; Ramírez, M. A.; Cabrera, G.; Toledo,    V. y Martínez-Téllez, M. A. The effect of size and acetylation degree of chitosan    derivatives on tobacco plant protection against Phytophthora parasitica. World    Journal of Microbiology and Biotechnology, 2008, vol. 24, pp. 103-112. ISSN    1573-0972.    <br>       <!-- ref --><br>   7. Yin, H.; Zhao, X. y Du, Y. Oligochitosan: A plant diseases vaccine. A review.    Carbohydrate Polymers, 2010, vol. 82, pp. 1-8. ISSN 0144-8617.    <br>       <!-- ref --><br>   8. Hongyin, Z.; Renping, L. y Weimin, L. Effects of Chitin and Its Derivative    chitosan Postharvest Decay of Fruits: A Review. Int. J. Mol. Sci., 2011, vol.    12, pp. 917-934. ISSN 1422-0067.    <br>       <!-- ref --><br>   9. Falcón Rodríguez, A. B.; Costales, D.; Cabrera, J. C. y Martínez Téllez,    M. A. Chitosan physico-chemical properties modulate defense responses and resistance    in tobacco plants against the oomycete Phytophthora nicotianae. Pestic. Biochem.    Physiol., 2011, vol. 100, p. 221-228. ISSN 0048-3575.    <br>       <!-- ref --><br>   10. Álvarez, A.; Baños , R. y Otero, L. Salinidad y uso de aguas salinas para    la irrigación de cultivos y forrajes en Cuba. Ciencia y Tecnología Ganadera,    2008, vol. 2, no. 1, pp. 1-12. ISSN 1998-3050.    <br>       <!-- ref --><br>   11. Munns, R. y Tester, M. Mechanisms of salinity tolerance. Annual Review of    Plant Biology, 2008, vol. 59, pp. 651-681. ISSN 1543-5008.    <br>       <!-- ref --><br>   12. Hodges, M. D.; DeLong, J. M.; Forney, C. F. y Prange, R. K., Improving the    thiobarbituric acid-reactive-substances assay for lipid peroxidation in plant    tissues containing anthocyanin and other interfering compounds. Planta, 1999,    vol. 207, pp. 604-611. ISSN 1432-2048.    <br>       <br>   13. Bergmeyer, H. U. Peroxidase, in Methods of Enzymatic Analysis. H.U. Bergmeyer,    Editor. Academic Press Inc.: New York y London. 1974, pp. 685-690. ISBN 978-0-12-091302-2.    ]]></body>
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