Trichoderma spp. y su función en el control de plagas en los cultivos
B. MartínezI, Danay InfanteI, Yusimy ReyesII
IGrupo de Fitopatología, Centro Nacional de Sanidad Agropecuaria (CENSA). Apartado 10, San José de las Lajas, CP 32700. Mayabeque, Cuba. Correo electrónico: bmcoca@censa.edu.cu.
IIDpto. Biología y Sanidad Vegetal, Universidad Agraria de La Habana «Fructuoso Rodríguez Pérez»(UNAH). San José de las Lajas, Mayabeque, Cuba.
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RESUMEN
El objetivo del trabajo fue resumir los aspectos teóricos y prácticos de mayor importancia, sobre el género Trichoderma Persoon y su función como agente de control biológico de hongos y nematodos, su acción como inductor de resistencia en las plantas y estimulador de crecimiento, entre otros. No obstante, la ubicación taxonómica de las especies resulta difícil cuando se emplean solo aspectos morfológicos y en la actualidad se recurre también a la utilización de herramientas moleculares, que contribuyen a la identificación específica. Las especies de Trichoderma, de manera general, crecen rápidamente, producen conidios abundantes y tienen amplia gama de enzimas, que les permite habitar en casi todos los suelos agrícolas y en otros ambientes, demostrando gran plasticidad ecológica. Como su hábitat es el suelo, se le enmarcó como control biológico de patógenos presentes en el mismo; no obstante se demostró que tiene acción, contra hongos causantes de enfermedades foliares. Estas bondades como agente de control dependen más de las cepas de Trichoderma, que de la especie, pues estas pueden presentar diferencias en sus modos de acción, aún perteneciendo a una misma especie. Esto refuerza la necesidad de efectuar una correcta selección de los aislamientos respecto a sus dianas y ambientes, para obtener resultados consistentes en condiciones de campo.
Palabras clave: control biológico, manejo de plagas, compatibilidad plaguicida.
ABSTRACT
The objective of this work was to summarize the most important theoretical and practical aspects of the genus Trichoderma Persoon and the role as a biological control agent of fungi and nematodes, as well as its action as an inductor of resistance in plants and a stimulator of growth, among others. However, the taxonomic position of the species is difficult to define when using only morphological aspects, and, currently molecular tools are also used, which contribute to the specific identification. In general, Trichoderma species grow quickly, produce abundant conidia and have wide range of enzymes. This allows them to live in almost all the agricultural soils and in other environments, showing their great ecological plasticity. Trichoderma is a soil fungus, and so it has been framed as a biological control of soil-borne pathogens; however its action against fungi causing leaf diseases has been shown. Trichoderma attributes are more dependent on the strain that on the species, because strains of the same species can have different action modes. This reinforces the necessity of a correct selection of the isolates depending on the targets and environments to get consistent results under field conditions.
Key words: biological control, pest management, pesticide compatibility.
INTRODUCCIÓN
]]> El género Trichoderma fue descrito por Persoon en 1794. Posteriormente, Rifai hizo el primer agrupamiento en especies agregadas que se utiliza hasta el presente, a pesar de las dificultades que se presentan para la identificación de especies por este método, debido a la cercanía morfológica y la evolución de las mismas. Son hongos saprofitos del suelo y la madera, de crecimiento muy rápido (1). Las especies de este género se encuentran ampliamente distribuidas por todas las latitudes, y se presentan naturalmente en diferentes ambientes, especialmente en aquellos que contienen materia orgánica o desechos vegetales en descomposición.La acción de Trichoderma como micoparásito natural se demostró por Weindling en 1932, y su utilización en experimentos de control biológico se implementó a partir de 1970, cuando se incrementaron los estudios de campo para su uso en cultivos de hortalizas y ornamentales (2). No obstante, la información sobre su empleo en la producción agrícola es insuficiente y dispersa.
La capacidad de producir diversos metabolitos y de adaptación a diversas condiciones ambientales y sustratos, confiere a Trichoderma la posibilidad de ser utilizado en la industria biotecnológica.
El estudio de modos de acción en el proceso de selección de los aislamientos de Trichoderma como controlador biológico de determinada plaga, aún no se aborda profundamente como elemento clave en el manejo de la misma. Aspecto que repercute en la eficacia y perdurabilidad de los aislamientos seleccionados en los sistemas productivos.
El objetivo de este trabajo fue realizar un análisis crítico de los principales aspectos teóricos y prácticos sobre el género Trichoderma que permita a los lectores disponer de información importante, y que se encuentra dispersa en diferentes fuentes, para la selección y uso de este controlador biológico.
PARTE ESPECIAL
Aspectos taxonómicos
Rifai (3) revisó el género Trichoderma después que se introdujo por Persoon y propuso nueve especies agregadas: Trichoderma piluliferum Webster & Rifai, Trichoderma polysporum (Link ex Pers) Rifai, Trichoderma hamatum (Bon) Bain, Trichoderma koningii Rifai, Trichoderma aureoviride Rifai, Trichoderma harzianum Rifai, Trichoderma longibrachiatum Rifai, Trichoderma pseudokoningii Rifai y Trichoderma viride Pers ex S. F Gray. Estas especies se identificaron teniendo en cuenta diferencias morfológicas y fisiológicas, como tipo de ramificación del conidióforo, forma del conidio, crecimiento y coloración de la colonia, entre otras.
Con la taxonomía establecida sobre caracteres morfológicos no se diferencian satisfactoriamente las especies en el género. En la actualidad el desarrollo de técnicas moleculares resulta decisivo en la identificación y clasificación de los organismos. En este sentido se utiliza la Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR por sus siglas en inglés) específica de las regiones ITS1 e ITS2 y del factor de elongación, así como la secuenciación de estas para su comparación con las secuencias depositadas en GenBank TrichoBlast y en otras bases de datos, lo que facilita la identificación del aislamiento. ]]>
Partiendo de esta información se posibilitó ratificar especies, y se determinaron también otras nuevas, a partir de la variación intraespecífica notificada hasta ese momento, tal como evidenciaron Lieckfeldt et al. (4) en su estudio sobre T. viride, una de las primeras especies caracterizada e identificada únicamente por la rugosidad de la pared del conidio, que presenta dos tipos morfológicamente distintos (I y II), ya que cada uno de esos tipos posee un diseño de ADN mitocondrial diferencial. Posteriores estudios moleculares, morfológicos y fisiológicos, designaron al tipo I como el «verdadero» T. viride, anamorfo de Hypocrea rufa (Pers.: Fr.) y al II como una nueva especie, Trichoderma asperellum Samuels, la cual en términos moleculares se considera cercana al neotipo de T. hamatum. Consecuentemente, el taxa en Trichoderma incrementó de nueve, a más de 100 especies en años recientes (5).El género Trichoderma en su estado vegetativo presenta micelio con septos simples. Las especies son haploides y su pared está compuesta por quitina y glucano. Se reproducen asexualmente por conidios. Presentan conidióforos hialinos ramificados, fiálides simples o en grupos, conidios de 3 a 5 µm de diámetro, generalmente ovalados, unicelulares, coloreados (usualmente verdes); de rápido desarrollo en medios sintéticos. Tiene la capacidad de producir clamidosporas en sustratos naturales que, son unicelulares, pero pueden unirse entre dos o más. Estas estructures son de vital importancia para la sobrevivencia del género en el suelo bajo condiciones adversas. El organismo crece y se ramifica desarrollando típicas hifas, de 5 a 10 µm de ancho (6).
Fisiología
Trichoderma es un hongo aeróbico, con capacidad para resistir un amplio intervalo de temperaturas, así por ejemplo, McBeath y Adelman (7) aislaron una cepa en suelo de Alaska, con crecimiento a 4oC y que toleró hasta 33oC.
La relación entre la temperatura y el desarrollo de Trichoderma, al parecer depende de la especie y del propio aislamiento. Se conoce que T. pseudokoningii y Trichoderma saturnisporum Hammill toleran de 40 a 41oC, las especies T. koningii y T. hamatum: 35oC y T. viride y T. polysporum: 31oC, mientras T. harzianum hasta 38oC (8). Para esta última, en algunos aislamientos la temperatura óptima para el crecimiento fue de 20oC (9), aunque de manera general esta varía entre 25 y 30oC (10). Sin embargo a 30oC, la actividad antagónica de esta especie fue casi nula (11). Todo lo cual constituyen evidencias de que la temperatura óptima para el crecimiento, no necesariamente coincide con la de su actividad antagónica, y que existe estrecha relación entre aislamiento, antagonismo y temperatura.
Nico et al. (12) estudiaron seis especies de Trichoderma frente a Sclerotinia spp. y Sclerotium rolfsii Curzi y obtuvieron mayor colonización a 25-30oC y 20-25oC, respectivamente, con diferencias entre los aislamientos. Además, cuando las temperaturas del suelo oscilaron entre 10ºC y 15ºC y existe baja disponibilidad de nutrientes esenciales, Trichoderma no creció y disminuyó su actividad antagónica (1).
La luz y su espectro influyen en el desarrollo de Trichoderma, fundamentalmente sobre la esporulación. Las colonias del hongo que se desarrollaron bajo condiciones de luz alterna, fueron blancas y algodonosas al inicio y después zonadas concéntricas, alternando una banda delgada hialina con otra ancha de color verde oscuro, mientras que bajo la luz continua fueron uniformemente de color verde oscuro (13). La luz influye además, en la producción de metabolitos secundarios (14).
Las especies de Trichoderma no son exigentes con relación al pH del sustrato. Pueden crecer en suelos con pH desde 5,5 a 8,5 (15), aunque los valores óptimos se encuentran entre 5,5-6,5, es decir en un ambiente ligeramente ácido. El desarrollo de Trichoderma se activa con la presencia de humedad, con óptimo de 60% de la capacidad de retención de humedad del suelo. A porcentajes mayores de saturación, la colonización y sobrevivencia disminuyen por baja disponibilidad de oxígeno. Los aislamientos de Trichoderma ayudan a la descomposición de materia orgánica, además de los hongos a los cuales degrada (16). Se encuentran en suelos con abundante materia orgánica (17) y por su relación con esta, es ubicado en el grupo de hongos hipogeos, lignolícolas y predadores (1).
Capacidad antagonista y estimuladora
La capacidad como antagonista de Trichoderma es altamente variable. Mihuta-Grimm y Rowe (18) demostraron que de 255 aislamientos obtenidos de diferentes lugares, solo el 15% fue efectivo en el control de Rhizoctonia, y que las cepas nativas de un lugar son más efectivas que las importadas (19). Esta capacidad depende de la especificidad de la cepa y de sus modos de acción; es decir pueden existir aislamientos que sean más eficientes para el control de un patógeno que de otro; por tal motivo, la especificidad debe ser evaluada (20). Esto evidenció, que es imprescindible la selección de aislamientos promisorios para el control de un agente plaga, que incluye el estudio de los mecanismos relacionados con dicho control. ]]>
Entre estos se encuentran: antibiosis, competencia (por espacio y nutrientes), micoparasitismo, desactivación de enzimas de los patógenos y otros (21). Recientemente, Harman (22) y Vinale et al. (23), informaron nuevos mecanismos con los cuales Trichoderma ejerce su acción como antagonista y colonizador de las raíces, como son:• Aceleración del desarrollo del sistema radicular que posibilita la tolerancia al estrés por parte de la planta.
• Solubilización y absorción de nutrientes inorgánicos.
• Estimulación del crecimiento vegetal.
• Inducción de resistencia.
Estos actúan indirectamente sobre los patógenos, ya que su acción es elicitar o impulsar mecanismos de defensa fisiológicos y bioquímicos en la planta. El estudio de estos modos de acción en condiciones de campo es complejo, pues Trichoderma es un hongo cuyo hábitat es el suelo y la mayoría de estos procesos se efectúan en la rizosfera.
Según Mello (24), en las interacciones antagónicas pueden estar involucrados diferentes mecanismos de acción. La multiplicidad de estos en un aislamiento es una característica importante para su selección como agente de control biológico (20, 25).
Competencia
Un factor esencial para que exista competencia es la escasez o limitación de un requerimiento (espacio y/o nutrientes), por lo que competencia puede definirse como el comportamiento desigual de dos o más organismos ante un mismo requerimiento, siempre y cuando la utilización del mismo por uno de ellos, reduzca la cantidad necesaria para los demás.
La presencia de Trichoderma en suelos agrícolas y naturales en todo el mundo es una evidencia, de que es un excelente competidor por espacio y recursos nutricionales (26), y de su plasticidad ecológica (27). La competencia por nutrientes de Trichoderma, es principalmente por carbono, nitrato y hierro (28). De forma general, entre las cualidades que favorecen la competencia de este antagonista se encuentran, la alta velocidad de crecimiento que posee gran parte de sus aislamientos y la secreción de metabolitos de diferente naturaleza, que frenan o eliminan a los competidores en el microambiente. Este modo de acción influye en «bloquear el paso» al patógeno y resulta importante para la diseminación del antagonista. ]]>
La competencia evaluada bajo condiciones in vitro (cultivo dual), se ejerce principalmente por espacio y en ella intervienen la velocidad de crecimiento de las cepas del antagonista y factores externos como tipo de sustrato, pH y temperatura, entre otros. En cultivo dual se manifestó competencia por el espacio en un grupo de aislamientos de Trichoderma frente a Rhizoctonia solani Kühn, potenciado por la alta velocidad de crecimiento y reconocimiento del patógeno por los mismos (20, 29).Bajo condiciones in vivo, la competencia de Trichoderma en la rizosfera, se relacionó con la capacidad de colonización de la raíz y el espacio adyacente. En ella influyen de forma importante factores como tipo de suelo, pH, temperatura y humedad (26).
No obstante, la competencia en suelos o sustratos ricos en nutrientes por los que pudiera competir el patógeno, no es eficaz. Debido a esto, en aquellos suelos ricos en materia orgánica o con fertilización completa este mecanismo tiene menos valor práctico.
Micoparasitismo
Este es un proceso complejo en la interacción antagonista-patógeno, que ocurre en cuatro etapas (21, 30, 31): Crecimiento quimiotrófico donde Trichoderma puede detectar a distancia a sus posibles hospedantes (23), Reconocimiento: Se considera que existe una alta especificidad del antagonista por su sustrato (25), Adhesión y enrollamiento: Ocurre por la asociación de un azúcar de la pared del antagonista con una lectina presente en la pared del patógeno (32) y Actividad lítica: Producción de enzimas líticas extracelulares, fundamentalmente quitinasas, glucanasas y proteasas, que degradan las paredes celulares del patógeno y posibilitan la penetración de las hifas de Trichoderma (33). El micoparasitismo concluye con la pérdida del contenido citoplasmático de la célula hospedante, mostrando síntomas de disgregación (34). Diferentes interacciones hifales están involucradas en el micoparasitismo, tales como: enrollamiento, penetración, vacuolización, granulación, coagulación, desintegración y lisis (35). En el parasitismo a nivel microscópico no todas estas interacciones son siempre observadas, pues al parecer dependen del aislamiento de Trichoderma, del patógeno y de las condiciones del ambiente.
Las enzimas desempeñan una función esencial en el micoparasitismo, ya que la penetración de la hifa de Trichoderma en su hospedante está regida por la maquinaria enzimática de este antagonista, y depende más del aislamiento y del hospedante, que de la propia especie del biorregulador.
Entre las enzimas, se considera fundamental la b-1,3 glucanasa, estrechamente relacionada con la degradación de la pared celular de patógenos (36) y se evidenció una correlación positiva entre la secreción de b-1,3 glucanasa y N-acetylhexosaminidasa con la capacidad controladora de aislamientos de Trichoderma (37). Además de esta, Djonoviæ et al. (38) demostraron que la b-1,6-glucanasa (Tvbgn3) presente en Trichoderma virens (Miller, Giddens & Foster) Arx, estaba involucrada en la regulación del micoparasitismo del fitopatógeno Pythium ultimum Trow, pues se indujo en presencia de paredes celulares de este último, confirmado posteriormente a través de bioensayo con plantas.
En otras interacciones, las especies de Trichoderma lograron producir polisacaridasas, proteasas y lipasas, compuestos que pueden intervenir en la degradación de la pared de las células de Fusarium oxysporun f. sp. radicis - lycopersici (Forl) (39). Haran et al. (40) encontraron diferentes niveles de producción de enzimas hidrolíticas, cuando Trichoderma se enfrentó a S. rolfsii o R. solani, y además, la actividad de una de las enzimas producida durante la acción parasítica de Trichoderma sobre S. rolfsii, no se detectó en la interacción Trichoderma vs R. solani, lo que evidenció la existencia de una selectividad en la producción enzimática por el antagonista en dependencia del agente fitopatógeno a controlar.
Por otro lado, el crecimiento de Trichoderma sobre el patógeno en cultivo dual, no es garantía de alta capacidad parasítica, ya que las hifas de ambos pueden compartir espacios en el sustrato sin llegar a parasitarlo (datos no publicados del autor).
Antibiosis ]]>
Los metabolitos con actividad antifúngica secretados por Trichoderma constituyen un grupo de compuestos volátiles y no volátiles, muy diverso en cuanto a estructura y función. Muchas cepas de Trichoderma producen estos metabolitos secundarios, algunos de los cuales inhiben otros microorganismos, con los que no se establece contacto físico y estas sustancias inhibitorias fueron consideradas «antibióticos» (26, 41).Se identificaron compuestos del tipo de las alquil-pironas (6-a-pentil-pirona), isonitrilos (isonitrina), poliquétidos (harzianolida), peptabioles (trichodermina, atroviridina, alameticina, suzucacilina y trichozianina), dicetopiperacinas (gliovirina y gliotoxina), sesquiterpenos (ácido heptelídico) y esteroides (viridina) (30, 42). Recientemente, Vinale et al. (43) caracterizaron un grupo de metabolitos secundarios (azapilona, butenolide, 6-pentil-á-pirona, 1-hidroxi-3-metil-antraquinona, 1,8-dihidroxi-3-metil-antraquinona, koninginina, ácido heptelídico, trichoviridina, ácido harziánico, gliotoxina, gliovirina, viridina, viridiol) obtenidos de la interacción entre R. solani y dos cepas comerciales (T22 y T39) de T. harzianum.
Algunas especies de Trichoderma producen compuestos antifúngicos que actúan sobre R. solani y S. rolfsii ocasionando la degradación de sus hifas (44), y otras la inhibición in vitro de la germinación de esporas de Botrytis cinerea Pers.:Fr. (45).
Con relación al efecto de Trichoderma sobre nematodos se notificó que las quitinasas y proteasas de Trichoderma spp. que son muy similares a las de los hongos nematófagos poseen potencial para atacar estos invertebrados (46). El proceso parasítico y el efecto de las enzimas y metabolitos de Trichoderma sobre nematodos pueden ocurrir en el suelo, en el interior de las raíces o sobre la superficie de estas.
La capacidad de una misma cepa de Trichoderma de secretar varios compuestos antifúngicos simultáneamente, limita el riesgo de aparición de microorganismos resistentes a estos metabolitos, aspecto relevante desde el punto de vista práctico. Estos resultados ejemplifican la importancia de la antibiosis como parte de la actividad antagonista de este hongo.
Desactivación de las enzimas de patógenos y Estimulación del crecimiento vegetal
La desactivación de los factores de patogenicidad de Trichoderma contra hongos fitopatógenos constituye un mecanismo de antagonismo indirecto poco estudiado.
Se supo que T. harzianum (T39), secreta una proteasa que degrada las enzimas que utiliza B. cinerea para atacar la pared celular de las plantas (21), mientras que T. viride produjo a-glucosidasa para degradar una fitotoxina de R. solani (30). Es posible que el potencial enzimático de Trichoderma para detener el proceso infeccioso de los patógenos sea mucho mayor, pues este controlador biológico secreta más de 70 metabolitos, entre ellos: sustancias estimuladoras del crecimiento y desarrollo de las plantas. Según Harman et al. (47), durante muchos años se supo de la habilidad de estos hongos para estimular el crecimiento de las plantas, en especial el sistema radicular, sin embargo, aún no se conocen con certeza los mecanismos involucrados. Recientemente, se encontró que una cepa de Trichoderma contribuye al crecimiento de las raíces de maíz y algunos pastos, haciendo que estos cultivos sean más resistentes a la sequía (16). Este mismo autor observó, que aislamientos seleccionados de Trichoderma estimularon la germinación y la altura de plantas de frijol con una ganancia en peso de 60% aproximadamente. Por su parte, Mathivanan et al. (48) obtuvieron incremento significativo del crecimiento y floración en plantas de arroz con aplicaciones de T. viride.
Con relación a ese efecto existen opiniones divergentes. Smith et al. (49), señalaron que estos incrementos pudieran atribuirse a la eliminación de patógenos menores que se encuentran en la rizosfera, mientras que Windham (50) opinó, que Trichoderma era capaz de producir un factor regulador del crecimiento sobre plantas de diferentes cultivos. Por su parte, Altamore et al. (51) sugirieron que la promoción del desarrollo se debe a que Trichoderma tiene la capacidad de solubilizar manganeso, sin importar el pH del medio, ni la disponibilidad del mismo, es decir, que lo solubiliza constantemente, y como este microelemento es requerido para funciones fisiológicas de las plantas, como fotosíntesis, metabolismo del nitrógeno, síntesis de los compuestos aromáticos, y además, para precursores de aminoácidos y hormonas, de fenoles y de lignina, se asegura en parte el crecimiento y la resistencia a enfermedades en las plantas. Otros autores relacionaron este fenómeno con la influencia de Trichoderma sobre la nutrición mineral de las plantas superiores. Nicholas (52) indicó que T. viride suprimía la absorción de iones orgánicos e incrementaba la de glucosa a través de las raíces. Lo et al. (53), refirieron que Trichoderma incrementaba la absorción de nutrientes a través del mejoramiento del desarrollo radicular o promoviendo la disponibilidad de nutrientes necesarios. La demostración de estas hipótesis requerirá de investigaciones futuras.
Inducción de resistencia ]]>
Estudios recientes a niveles celular y molecular explican la diversidad de vías y mecanismos de acción de este hongo (47). Según este autor, se descubrió, que algunas cepas de Trichoderma pueden activar un mecanismo nativo de defensa en las plantas, conocido como Inducción de Resistencia Sistémica (por sus siglas en inglés IRS). Esto supone que puedan controlar a patógenos distantes del lugar donde se encuentra físicamente el antagonista. Prueba de ello, fue que la colonización de las raíces de pepino con T. asperellum, indujo resistencia a Pseudomonas syringae pv. lachrymans (E. F. Smith & Bryan) Young, Dye & Wilkie en el follaje (54). También existen evidencias de este modo de acción frente a nematodos (55).Diversas clases de compuestos pueden ser liberados por Trichoderma en la zona de la rizosfera y estar relacionados con la IRS en las plantas. La primera clase son proteínas con actividad enzimática o de otro tipo. Algunas de las proteínas secretadas por Trichoderma al parecer inducen solo respuestas locales y necrosis (56, 57), otras activan mecanismos de defensa en plantas como los productos de los genes de avirulencia (58, 59). Otra clase de elicitores de defensa en las plantas incluye oligosacáridos y compuestos de bajo peso molecular, liberados por la acción de enzimas de Trichodema (58, 59).
Dos grupos independientes de investigadores describieron un gen que codifica para una proteína elicitora en dos especies de Trichoderma, SM1 en T. virens (38) y Epl1 en Trichoderma atroviride Bissett (60); con estos genes se transformaron protoplastos de aislamientos de dichas especies y posteriormente se aplicaron en plantas de tomate, las que a su vez fueron inoculadas con Alternaria solani Sor. Las plantas tratadas con las cepas transformadas sufrieron menos daño por la presencia del patógeno, y presentaron mayor crecimiento que las plantas controles. Adicionalmente, se observó que los genes de defensa en tomate (chitinasa, 3-hydroxy-3-methylglutaryl CoA reductasa y b -1,3 glucanasa) durante la interacción con las cepas de Trichoderma, se indujeron en mayor grado en las plantas tratadas con las cepas transformadas, que en aquellas que recibieron la cepa silvestre, y en menor grado en las plantas sin inocular (61). Aún se esclarecen y amplían los conocimientos acerca de Trichoderma como inductor de resistencia, pero es indiscutible su función en la defensa de las plantas.
Compatibilidad de Trichoderma con productos agroquímicos
Para incorporar productos biológicos en el manejo de un cultivo, es imprescindible conocer la sensibilidad de los agentes biológicos a los agroquímicos que se emplearán en dicho manejo, con el fin de conservar su capacidad controladora y establecer medidas para su uso eficiente. En este aspecto la respuesta de Trichoderma varía en dependencia de las combinaciones especie/cepa de microorganismos y productos fitosanitarios evaluados.
Durán et al. (62) observaron una marcada inhibición del crecimiento micelial de Trichoderma frente al fungicida fludioxonil+metalaxil, a una dosis letal media inferior a la recomendada para campo. Sin embargo, en pruebas in vitro los fungicidas oxicloruro de cobre, metalaxil y dimetomorf fueron compatibles con diferentes especies de Trichoderma, mientras zineb, mancozeb y tiram mostraron ligera toxicidad y benomil se comportó como tóxico (63). De igual modo, en ensayos in vitro, los fungicidas propiconazol+piroquilon, carbendazim y tebuconazol+triadimenol, afectaron totalmente el crecimiento de dos cepas de T. asperellum, mientras que azoxistrobina solo produjo ligera afectación, aunque disminuyó de forma significativa la esporulación por mm2 de las cepas evaluadas. De estos productos, propiconazol+piroquilon y tebuconazol+triadimenol afectaron la geminación de conidios de T. asperellum en más de 90%, y carbendazim y azoxistrobina en alrededor de 60% (datos no publicados de los autores).
La acción de los insecticidas sobre este agente de control biológico es variable. Dimetoato fue compatible in vitro con Trichoderma spp. (63), al igual que metamidofos. Sin embargo, cipermetrin y cihalotrin inhibieron significativamente el crecimiento de T. asperellum. No obstante, ninguno afectó la esporulación por mm2, ni la germinación de conidios (datos no publicados de los autores).
El efecto de los herbicidas sobre Trichoderma es aún menos investigado. Los herbicidas también mostraron diferentes grados de incompatibilidad con aislamientos de Trichoderma. Se observó, que cuando se aplica Trichoderma al suelo en presencia de diclorán se afecta su viabilidad (64) y que los herbicidas fenoxaprop-p-etilo, 2,4D sal de amina y glifosato inhibieron significativamente el crecimiento de dos cepas de T. asperellum (65). No obstante, productos de este tipo como trifluralin y napropamida (63), y bispiribac-sodio fueron considerados compatibles con diferentes especies de Trichoderma. Los herbicidas tienen ligera influencia en la esporulación de este antagonista y solo 2,4D sal de amina inhibió la germinación de conidios de T. asperellum (65).
Las afectaciones de los plaguicidas se observan además, sobre las características culturales de T. asperellum, provocando variaciones en los bordes, coloración de las colonias y textura del micelio. Sin embargo, se informó que Trichoderma es capaz de degradar organoclorados, clorofenoles e insecticidas como dicloro difenil tricloroetane (DDT), endosulfán, pentacloronitrobenceno, aldrin y dieldrin, y herbicidas como trifluralin y glifosato (68). Los resultados evidenciaron la necesidad de evaluar la compatibilidad de cada nueva cepa promisoria con los agroquímicos empleados en los escenarios comunes de aplicación. Desde el punto de vista práctico, esto tiene gran importancia para determinar el momento de la incorporación del antagonista en el manejo del cultivo.
Por su parte, los iones metálicos también pueden interferir en la actividad enzimática de Trichoderma spp. y provocar cambios en el efecto antagonista de este hongo. Este es el caso del aluminio, que inhibió significativamente el crecimiento micelial del hongo, pudiendo limitar el mecanismo de acción por competencia, y del mercurio, que a bajas concentraciones afectó la producción de enzimas extracelulares (66), lo que pudiera interrumpir la actividad micoparasítica y la antibiosis entre otros modos de acción. ]]>
La respuesta de Trichoderma depende de la concentración del metal y del aislamiento del antagonista. Jaworska y D³u¿niewska (67), comprobaron que altas concentraciones de manganeso (800ppm) inhibieron el crecimiento lineal de T. harzianum y disminuyeron la germinación conidial de T. viride y T. harzianum, así como la actividad antagónica de este último frente a B. cinerea y R. solani.Aplicación de aislamientos de Trichoderma bajo diferentes condiciones
En la práctica se deben tener en cuenta aquellos aspectos, que permitan la expresión de los mecanismos de control de la cepa, y que se relacionan con la interacción planta - fitopatógeno susceptible - ambiente favorable (temperatura, humedad, presencia de oxígeno, pH), condiciones del suelo (estructura, contenido de materia orgánica y nutrientes) y horario de aplicación.
Los productos a partir de cepas seleccionadas de Trichoderma pueden ser aplicados bajo diferentes condiciones.
Así por ejemplo, Trichoderma puede ser inoculado al sustrato para semilleros o directamente al suelo en semilleros a campo abierto. Este tipo de tratamiento ofrece incluso una protección mayor a los cultivos. También puede mezclarse con abonos orgánicos (estiércol, casting y biotierra) y otras enmiendas utilizadas como biofertilizantes, tal como se hace con inoculantes bacterianos usados como fertilizantes ecológicos.
En semilleros de algodón se obtuvo cerca del 60% de reducción de la pudrición del cuello, causada por R. solani, cuando se aplicaron dos aislamientos de T. asperellum (25). En sistemas de producción protegida, el uso de Trichoderma en la obtención de plantas, es una práctica internacional, garantizando plantas de alta calidad y con protección.
La aplicación al suelo en pre-siembra, siembra y post-emergencia temprana, logró disminuir la incidencia de las enfermedades en más del 60%, y retrasó la aparición de los síntomas de los patógenos en plantas (1). Durman et al. (69), lograron disminuir el crecimiento y la supervivencia de esclerocios de R. solani al aplicar aislamientos de Trichoderma spp., con resultados satisfactorios en el control de este patógeno en tomate de invernadero.
El tratamiento de la semilla con Trichoderma se emplea para el combate de hongos fitopatógenos, con los objetivos de disminuir la infestación natural acompañante de la misma, y darle protección en el nicho, al ser sembrada la semilla. Esta variante es muy utilizada por ser rápida, de fácil realización y economizar tiempo y recursos. En el proceso, es importante tener en cuenta la textura de las semillas y la incorporación de un adherente, para asegurar el recubrimiento de estas con la dosis recomendada del producto.
Villegas (1), con la inoculación a la semilla de T. harzianum, obtuvo disminución en poblaciones de R. solani, Sarocladium spp. y Pythium spp. en suelo, con incremento de la actividad del micoparásito.
En Cuba, con el tratamiento de semillas de tomate (Solanum lycopersicum L.), pimiento (Capsicum annuum L.) y tabaco (Nicotiana tabacum L.) con Trichoderma se protegieron eficientemente plantas frente a R. solani, sin necesidad de tratamiento al suelo previo a la siembra (70). En el cultivo del arroz se recomienda la desinfección de semillas con Trichoderma fundamentalmente para el control de Sarocladium oryzae (Sawada) W. Gams & D. Hawksw (71). ]]>
Mathivanan et al. (48) emplearon el tratamiento combinado a semilla y suelo con la cepa de T. viride (NCC 34) unos 25 días previos al trasplante, y lograron una reducción de la incidencia del Tizón de la vaina en arroz del 45,7%. Para el control de esta enfermedad se demostró que las aplicaciones a las plantas antes del trasplante y durante el primer estrés hídrico del cultivo, lograron una eficacia técnica de más de 70% con dos cepas de T. asperellum a la dosis de 3,5x1011 conidios. ha-1, estimulando además el ahijamiento de las plantas (20).Especies/cepas de Trichoderma son capaces además, de combatir patógenos foliares y aéreos. En estos casos, es importante el uso de adherentes que sean compatibles con Trichoderma. Con aplicaciones aéreas de T. harzianum, a las dosis de 5 y 10 kg.ha-1 se disminuyó la incidencia de R. solani en plantas de arroz, en aproximadamente 30% (72), mientras, aplicaciones de T. harzianum y T. viride al follaje cada 14 días, permitieron una disminución, tanto de la intensidad, como de la severidad de la moniliasis en cacao (73).
Otra forma de aplicación de Trichoderma es la aplicación en residuos vegetales. En este sentido, Correa (74) informó, que es posible la incorporación de Trichoderma para la descomposición de residuos de cosecha y que a su vez parasite a R. solani, y con ello disminuir la carga del patógeno en campos de arroz. Esta hipótesis fue comprobada por Garrido (75) cuando incorporó T. harzianum conjuntamente con los restos de cosecha de arroz y obtuvo una reducción de hasta 50% de los esclerocios y de 13,40% de la severidad de R. solani en el cultivo.
Las bondades que presentan las cepas del antagonista Trichoderma, han hecho posible la elaboración de productos biológicos con características amigables con el ambiente. Pero el éxito de estas como producto, está amparado por una precisa selección de cepas, tanto desde el punto de vista fisiológico, como por el atributo objeto de uso, y por un estricto sistema de calidad para su producción. La versatilidad, la gama de mecanismos biológicos y la plasticidad ecológica que posee Trichoderma, hicieron que se convirtiera en un excelente controlador biológico.
REFERENCIAS
1. Villegas M. Trichoderma. Características generales y su potencial biológico en la agricultura sostenible. 2005. Disponible en: http://www.oriusbiotecnologia.com/tecnica/128-trichoderma-pers-caracteristicas-y-su-potencial -biologico-en-la-agricultura-sostenible Consultado: 11 de marzo 2010.
2. Chet I. Biological control of soil-borne plant pathogens with fungal antagonists in combination with soil treatments. In: Hurnby, Y. (ed), Biologycal Control of soil-borne Plant Pathogens Wallingford. U.K.: Cab International, 1990. p. 15-25. ]]>
3. Rifai M. A revision of the genus Trichoderma. Mycol Pap. 1969;116:1-56.
4. Lieckfeldt E, Samuels G, Nirenberg H. A morphological and molecular perspective of Trichoderma viride: is it one or two species? Applied and Environmental Microbiology. 1999;65:2418-2428.
5. Druzhinina I, Kopchinskiy A, Kubicek C. The first 100 Trichoderma species characterized by molecular data. Mycoscience. 2006;47:55-64.
6. Harman G. Trichoderma spp., including T. harzianum, T. viride, T. koningii, T. hamatum and other sp. Deuteromycetes, Moniliales (asexual classification system). 2001. Disponible en: http://www.Biocontrol.entomology.cornell.edu/pathogens/trichoderma.html Consultado: 2 de febrero de 2010.
7. McBeath J, Adelman M. Taxonomy of a new Trichoderma found in Alaska. Abstract Phytopathology. 1991;81(10):1151. ]]>
8. Danielson R, Davey C. Non nutritional factors affecting the growth of Trichoderma in culture. Soil Biology & Biochemistry. 1973;5(5):495-504.
9. Knudsen G, Bin L. Effects of temperature, soil moisture, and wheat bran on growth of Trichoderma harzianum from alginate pellets. Phytopathology. 1990;80(8):724-727.
10.Rodríguez I, Arcia A. Caracterización fisiológica (temperatura, pH y luz) de 12 aislamientos de Trichoderma spp., in vitro. (Resumen). Fitopatol Venezol. 1993;6(2):53.
11.Rodríguez I, Arcia A. Efecto de doce aislamientos de Trichoderma spp., sobre el número, tiempo de formación y porcentaje de parasitismo de esclerocios de Sclerotium rolfsii, en cuatro temperaturas diferentes. (Resumen). Fitopatol Venezol. 1993;6(2):54.
12.Nico I, Monaco C, Rollán María. IsBasedOn. Investigación agraria. Producción y protección de vegetales. 1999;14(1-2):33-48. ]]>
13.Wells H, Bell D, Jaworski C. Efficacy of Trichoderma harzianum as a biocontrol for Sclerotium rolfsii. Phytopathology. 1972;62:442-447.
14.Purschwitz J, Müller S, Kastner C, Fischer R. Seeing the rainbow: light sensing in fungi. Current Opinion in Microbiology. 2006;9:566-571.
15.Besoain X. Control biológico de Pyrenochaeta Iycopersici y Phytophthora nicotianae en tomates bajo invernadero. 2005. Disponible en: http://mazinger.sisib.uchile.cl/repositorio/lb/ciencias_agronomicas/montealegre_j/13.html Consultado: 1 de abril 2011.
16.Páez O. Uso agrícola de Trichoderma. 2006. Disponible en: http://www.soil-fertility.com/trichoderma/espagnol/index.shtml Consultado: 10 de enero de 2008.
17.Arias M. Hongos Antagonistas o micopatógenos en: Guía de insumos biológicos para el Manejo Integrado de Plagas. Corporación para Desarrollo de Insumos y Servicios Agroecológicos Armonía. p. 59-62. 2004. ]]>
18.Mihuta-Grimm L, Rowe C. Trichoderma spp. as biocontrol agents of Rhizoctonia damping-off of radish in organic soil and comparison of four delivery systems. Phytopathology. 1986;76(3):306-312.
19.Arcia A. Uso de Antagonistas en el Control de Fitopatógenos del Suelo. En Curso sobre Control Microbial de Insectos Plagas y Enfermedades en Cultivos. Seminario en la Universidad Centro Occidental (UCLA). Barquisimeto-Venezuela. 20p. 1995.
20.Martínez B, Reyes Y, Infante D, González E, Baños H, Cruz A. Selección de aislamientos de Trichoderma spp. candidatos a biofungicidas para el control de Rhizoctonia sp. en arroz. Rev Protección Veg. 2008;23(2):118-125.
21.Harman G. Myths and dogmas of control. Changes in perceptions derived from research on Trichoderma harzianum T-22. Plant Disease. 2000;84(4):377-393.
22.Harman G. Overview of Mechanisms and Uses of Trichoderma spp. Phytopathology. 2006;96(2):190-194. ]]>
23.Vinale F, Sivasithamparamb K, Ghisalbertic EL, Marraa R,Woo L, Lorito M. Trichodermaplantpathogen interactions. Soil Biology & Biochemistry. 2008;40:1-10.
24.Mello M, Ávila C, Gomes A. Cepas de Trichoderma spp. para el control biológico de Sclerotium rolfsii en soya. En: Biocontrol de Fitopatógenos con Trichoderma y otros antagonistas. Taller Latinoamericano Memorias, Ed. CIDISAV, Ciudad de La Habana, Cuba, 2006.
25.Hoyos-Carvajal L, Chaparro P, Abramsky M, Chet I, Orduz S. Evaluación de aislamientos de Trichoderma spp. contra Rhizoctonia solani y Sclerotium rolfsii bajo condiciones in vitro y de invernadero. Agron Colomb. 2008;26(3):451-458.
26.Hjeljord L, Tronsmo A. Trichoderma and Gliocladium in biological control: an overview. In: Harman G, Kubicek C. (Eds.) Trichoderma & Gliocladium. Enzymes, biological control and commercial applications. Taylor & Francis. London, UK, 1998. p. 131-151.
27.Infante D, Martínez B, González N, Reyes Y. Mecanismos de acción de Trichoderma frente a hongos fitopatógenos. Rev Protección Veg. 2009;24(1):14-21. ]]>
28.Sivan A, Chet I. Degradation of fungal cell walls by lytic enzymes of Trichoderma harzianum. J Gen Microbiol. 1989;135:675-682.
29.Reyes Y, Martínez B, Infante D. Evaluación de la actividad antagónica de trece aislamientos de Trichoderma spp. sobre Rhizoctonia sp. Rev Protección Veg. 2008;23(2):112-117.
30.Howell C. Mechanisms employed by Trichoderma species in the biological control of plant diseases: The history and evolution of current concepts. Plant Diseases. 2003;87(1):4-10.
31.Woo L, Scala F, Ruocco M, Lorito M. The molecular biology of the interactions between Trichoderma spp., phytopathogenic fungi, and plants. Phytopathology. 2006;96:181-185.
32.Chet I, Benhamou H. Mycoparasitism and letic enzymes. In: Harman G, Kubicek C. (Eds.) Trichoderma & Gliocladium. Enzymes, biological control and commercial applications. Taylor & Francis. London, UK, 1998. p.153-152. ]]>
33.Küçük Ç, Kivanç M. In vitro Antifungal Activity of Strains of Trichoderma harzianum. Turk J Biol. 2004;28:111-115.
34.Nico I, Monaco I, Del Bello G, Alippi H. Efecto de la adición de enmiendas orgánicas al suelo sobre la capacidad patogénica de Rhizoctonia solani: II Micoflora asociada y antagonismo in vitro de los aislados más frecuentes. RIA. 2005;34(Pt II)(1):29-44.
35.Chet I, Harman G, Baker R. Trichoderma hamatum: Its hyphal interactions with Rhizoctonia solani and Pythium spp. Microbial Ecology. 1981;7:29-38.
36.Sanz L, Montero M, Redondo J, Llobell A, Monte E. Expression of an b-1,3-glucanase during mycoparasitic interaction of Trichoderma asperellum. FEBS Journal. 2005;272:493-499.
37.Larralde-Corona C, Santiago M, Sifuentes A, Rodríguez I, Shirai K, Narváez J. Control potential and polyphasic characterization of novel native Trichoderma strains against Macrophomina phaseolina isolated from sorghum and common bean. Appl Microbiol Biotechnol. 2008;80:167-177. ]]>
38.Djonoviæ S, Pozo M, Kenerley C. Tvbgn3, a b-1,6-Glucanase from the Biocontrol Fungus Trichoderma virens, Is Involved in Mycoparasitism and Control of Pythium ultimum. Appl Environ Microbiol. 2006;72(12):7661-7670.
39.Chérif M, Benhamou N. Cytochemical aspects of chitin breakdown during the parasitic action of a Trichoderma sp. on Fusarium oxysporun f sp. radiscis-lycopersici. Phytopathology. 1990;80(12): 1406-1414.
40.Haran S, Schickler H, Oppenheim A, Chet I. Differential expression of Trichoderma harzianum chitinases during mycoparasitism. Phytopathology. 1996;86:980-985.
41.Dennis C, Webster J. Antagonistic properties of species groups of Trichoderma. I. Production of non-volatile antibiotics. Transactions of the British Mycological Society. 1971;57:25-39.
42.Sivasithamparam K, Ghisalberti L. Secondary metabolism in Trichoderma and Gliocladium. En: Harman GE, Kubicek CP. (Eds.), Trichoderma and Gliocladium. Taylor and Francis Ltd., London, 1998. pp. 139-191. ]]>
43.Vinale F, Marra R, Scala F, Ghisalberti L, Lorito M, Sivasithamparam K. Major secondary metabolites produced by two comercial Trichoderma strains active against different phytopathogens. Letters in Applied Microbiolog. 2006;43:143-148.
44.Cook R, Baker K. The nature of practice of Biological Control of Plant Pathogens. 2nd Edition. USA, p. 539, 1989.
45.Lorito M, Peterbauer C, Hayes K, Harman G. Synergistic interaction between fungal cell wall degrading enzymes and different antifungal compounds enhances inhibition of spore germination. Microbiology. 1994;140(Pt 3):623-629.
46.Morton CO, Hirsch PR, Kerry B. Infection of plant-parasitic nematodes by nematophagous fungi - a review of application of molecular biology to understand infection processes and to improve biological control. Nematology. 2004;6:161-170.
47 Harman G, Howell C, Viterbo A, Chet I, Lorito M. Trichoderma species-opportunistic, avirulent plant symbionts. Nature Review Microbiology. 2004;2:43-56. ]]>
48.Mathivanan N, Prabavathy V, Vijayanandraj V. Application of Talc Formulations of Pseudomonas fluorescens Migula and Trichoderma viride Pers. ex S.F. Gray Decrease the Sheath Blight Disease and Enhance the Plant Growth and Yield in Rice. J Phytopathology. 2005;153:697-701.
49.Smith V, Wilcox W, Harman G. Potential for biological control of Phytophthora and Crown Rots of apple by Trichoderma and Gliocladium spp. Phytopathology.1990;80(9):880-885.
50.Windham M, Elad Y, Baker R. A mechanism for increased plant grow induced by Trichoderma spp. Phytopathology. 1986;76:518-521.
51.Altomare C, Norvell WA, Bjorkman T, Harman G. Solubilization of phosphates and micronutrients by the plant growth-promoting and biocontrol fungus Trichoderma harzianum Rifai 1295-22. Applied Environmental Microbiology. 1999;5:2926-2933.
52.Nicholas D. Influence of the rhizosphere on the mineral nutrition of the plant. In Baker RW, Snyder WC. (Eds). Ecology of Soil - Borne Plant Pathogens. University of California press, Berkeley, Los Angeles. 571 pp, 1965. ]]>
53.Lo C, Nelson E, Hayes C, Harman G. Ecological studies of transformed Trichoderma harzianum straim 1295-22 in the rhizosphere and on the phylloplane of creeping bentgrass. Phythopathology. 1998;88(2):129-136.
54.Shoresh M, Harman G, Mastouri F. Induced Systemic Resistance and Plant Responses to Fungal Biocontrol Agents. Annu Rev Phytopathol. 2010;48:21-43.
55.Sharon E, Chet I, Spiegel Y. Trichoderma as a Biological Control Agent (Chapter 8). In: Davies K, Spiegel Y. (eds.). Biological Control of Plant-Parasitic Nematodes: Building Coherence between Microbial Ecology and Molecular Mechanisms, © Springer Science, 2011.
56.Martínez C, Blanc F, Le Claire E, Besnard O, Nicole M, Baccou JC. Salicylic acid and ethylene pathways are differentially activated in melon cotyledons by active or heat-denatured cellulase from Trichoderma longibrachiatum. Plant Physiol. 2001;127:334-344.
57.Brotman Y, Briff E, Viterbo A, Chet I. Role of Swollenin, an expansin-like protein from Trichoderma, in plant root colonization. Plant Physiol. 2008;147:779-789. ]]>
58.Woo S, Lorito M. Exploiting the interactions between fungal antagonists, pathogens and the plant for biocontrol. In: Vurro M, Gressel J. (Eds.). Novel Biotechnologies for Biocontrol Agent Enhancement and Management. Springer.107-130, 2007.
59.Woo SL, Scala F, Ruocco M, Lorito M. The molecular biology of the interactions between Trichoderma spp., phytopathogenic fungi, and plants. Phytopathology. 2006;96:181-185.
60.Seidl V, Marchetti M, Schandl R, Allmaier G, Kubicek CP. Epl1, the major secreted protein of Hypocrea atroviridis on glucose, is a member of a strongly conserved protein family comprising plant defense response elicitors. FEBS J. 2006;273:4346-4359.
61.Salas M. Generación de cepas transformantes del hongo Trichoderma spp. que expresen constitutivamente la versión AS y OE del gen SM1 que codifica para un elicitor del sistema de defensa en plantas. Conferencia en IPICYT, 1 Nov. 2007. San Luis Potosí, México. Disponible en: http://www.ipicyt.edu.mx/Trichoderma/elicitortransformación.php.htm. [Consultado: 24 de marzo de 2011].
62.Durán E, De Romero Y, Romero M, Ramallo J. Sensibilidad in vitro de cepas de Trichoderma aisladas de semillas de soja frente al fungicida MAXIM® XL. Boletín Micológico. 2007;22:51-54. ]]>
63.Muiño B, Sáenz M, Stefanova M, Pomas A, Díaz I. Compatibilidad de Trichoderma spp. con plaguicidas y fertilizantes en el cultivo del tabaco (N. tabacum L.). Fitosanidad. 2006;10(2):153.
64.Israel S, Mawar R, Lodha S. Soil solarization, amendments and bio-control agents for the control of Macrophomina phaseolina and Fusarium oxysporum f. sp. cumini in aridisols. Annals of Applied Biology. 2005;146:481-491.
65.Reyes Y, Martínez B, Infante D, García-Borrego J. Evaluación de la compatibilidad de Trichoderma asperellum Samuels con algunos de los herbicidas de mayor uso en el cultivo del arroz. XVII Congreso Científico del INCA, Habana, Cuba, 2009.
66.Kredics L, Antal Z, Manczinger L, Szekeres A, Kevei F, Nagy E. Trichoderma Strains with Control Potential. Food Technol Biotechnol. 2003;4(1):37-42.
67.Jaworska J, D³u¿niewska J. The Effect of Manganese ions on development and antagonism of Trichoderma Isolates. Polish J of Environ Stud. 2007;16(4):549-553. ]]>
68.Espósito E, Dasilva M. Systematics and enviromental application of the genus Trichoderma. Microbiology. 1998;24:89-98.
69.Durman S, Menéndez A, Godeas A. Evaluation of Trichoderma spp. as antagonistic of Rhizoctonia solani in vitro and as biocontrol in greenhouse tomato plants. Revista Argentina de Microbiología. 1999;31:13-18.
70.Stefanova M. Trichoderma Gran antagonista de hongos nocivos. 2006. Disponible en: http://www.teorema.com.mx/articulos.php?id_sec= 46&id_art=2601&id_ejemplar=77.Núm. 58. [Consultado: 01 de junio de 2008].
71.Meneses R, Gutiérrez A, García A, Antigua G, Gómez J, Correa F, Calvert L, Hernández J. Guía para el trabajo de campo en el manejo integrado de plagas del arroz. 5ta Edición. Instituto de Investigaciones del Arroz. Sancti Spíritus, Cuba. 63p., 2008.
72.Rodríguez H, Nass H, Cardona R, Alemán L. Alternativas para controlar el añublo de la vaina, causado por Rhizoctonia solani del arroz. Fitopatología Venezolana. 1999;12(1):18. ]]>
73.Verde W. Dos Hongos Antagónicos (Trichoderma harzianum y Trichoderma viride). Efecto en el control de la Moniliasis (Moniliophthora roreri Cif y Par. Evans et al.) del cacao en la Región Ucayali. Tesis. Ing. Agr. UNAS. Perú. 70 pp., 2007.
74.Correa F. Principales enfermedades del arroz. En: Pantoja A, Fischer A, Correa F, Sanit L, Ramírez A. (Eds.) MIP en Arroz: manejo integrado de plagas; artrópodos, enfermedades y malezas. Centro Internacional de Agricultura Tropical (CIAT). Caracas, Venezuela, 1997. p. 123-144.
75.Garrido M. Trichoderma. 2009. Disponible en: http://miguelgarridorondoy.blogspot.com/2009/07/trichoderma.html. [Consultado: 07 de julio de 2010].
Recibido: 23-11-2012.
Aceptado: 2-2-2013. ]]>